Encyklopedia

Glukagon

Glukagon to hormon peptydowy wysp trzustkowych, który podnosi stężenie glukozy we krwi i działa przeciwnie do insuliny. Dociera krwią wrotną do wątroby, gdzie uruchamia rozkład glikogenu, wytwarzanie glukozy i rozkład aminokwasów. Chroni organizm przed hipoglikemią, a jego nadmiar współtworzy hiperglikemię w cukrzycy.
Poziom:
Czas czytania:
38 MIN
Ostatnia aktualizacja: 7 października, 2026
Glukagon — Hormon komórki alfa — przeciwwaga insuliny
Udostępnij:
Spis Treści

W skrócie

  • Czym jest glukagon?
    Glukagon jest hormonem peptydowym zbudowanym z 29 aminokwasów, wydzielanym przez komórki alfa trzustki. Podnosi stężenie glukozy we krwi, działając głównie na wątrobę.
  • Jak glukagon podnosi poziom cukru we krwi?
    Glukagon pobudza w wątrobie rozkład glikogenu, który szybko uwalnia glukozę do krwi, oraz glukoneogenezę, czyli wytwarzanie glukozy z aminokwasów, mleczanu i glicerolu, ważne w dłuższym głodzie.
  • Czym różni się glukagon od insuliny?
    Glukagon podnosi stężenie glukozy we krwi, a insulina je obniża. Oba hormony wydziela trzustka i oba regulują się nawzajem: insulina hamuje wydzielanie glukagonu, a glukagon pobudza wydzielanie insuliny.
  • Kiedy trzustka wydziela glukagon?
    Trzustka wydziela glukagon, gdy stężenie glukozy we krwi spada, na przykład na czczo i w hipoglikemii. Wydzielanie glukagonu pobudzają też aminokwasy, więc rośnie ono również po posiłku bogatym w białko.
  • Kiedy glukagon stosuje się jako lek?
    Glukagon jest lekiem ratunkowym w ciężkiej hipoglikemii u chorych na cukrzycę leczonych insuliną. Stosuje się go też w badaniach obrazowych do zahamowania ruchów jelit oraz w testach czynności trzustki i przysadki.
  • Czym różni się glukagon od glikogenu?
    Glukagon jest hormonem, a glikogen wielocukrem, w którym wątroba i mięśnie przechowują glukozę. Glukagon działa jako sygnał, który w wątrobie uruchamia rozkład glikogenu do glukozy.
  • Co oznacza podwyższony glukagon?
    Podwyższony glukagon występuje w cukrzycy typu 2, stłuszczeniu wątroby, przewlekłej chorobie nerek oraz w rzadkim guzie trzustki zwanym glukagonoma, dlatego sam wynik nie wystarcza do rozpoznania.

1. Profil substancji

1.1. Definicja i klasyfikacja

Glukagon (ang. glucagon) to hormon peptydowy należący do rodziny sekretyny i glukagonu, wydzielany głównie przez komórki alfa wysp trzustkowych [1, 2]. Jego podstawową postacią jest łańcuch 29 aminokwasów [3]. Komórki alfa oddają go do krwi żyły wrotnej, więc hormon działa przede wszystkim na wątrobę [4]. Tam podtrzymuje uwalnianie glukozy do krwi na czczo i zwiększa je w stresie, także w stresie, jakim jest hipoglikemia [4]. Pełni zatem rolę przeciwną do insuliny, która obniża stężenie glukozy.

W klasyfikacji hormonów glukagon należy do rodziny peptydów o pokrewnej budowie. Obejmuje ona również glukagonopodobny peptyd 1 i 2, glukozozależny polipeptyd insulinotropowy, somatoliberynę i sekretynę [2]. Każdy z tych peptydów działa przez własny receptor, a wszystkie te receptory tworzą jedną klasę receptorów sprzężonych z białkami G [2]. Receptor glukagonu nosi nazwę swojego jedynego ligandu o znaczeniu fizjologicznym [2].

Glukagon bywa mylony z dwiema grupami pojęć. Pierwszą jest glikogen, czyli wielocukier, w którym wątroba i mięśnie magazynują glukozę. Kryterium różnicującym jest rola: glikogen jest zapasem, a glukagon sygnałem, który uruchamia rozkład tego zapasu w wątrobie [4]. Drugą grupą są peptydy o podobnej nazwie, przede wszystkim glukagonopodobny peptyd 1 (GLP-1) i oksyntomodulina. Powstają one z tego samego białka prekursorowego co glukagon, ale w komórkach jelita, i obniżają stężenie glukozy we krwi [5]. Oksyntomodulina zawiera całą sekwencję glukagonu wydłużoną o osiem aminokwasów, dlatego niektóre testy laboratoryjne nie odróżniają obu peptydów [6].

Zakres pojęcia obejmuje glukagon trzustkowy i glukagon o identycznej budowie wydzielany poza trzustką. U 10 chorych po całkowitym usunięciu trzustki we krwi krążył glukagon złożony z 29 aminokwasów, a jego stężenie rosło po doustnym podaniu glukozy [3]. Poza zakresem pozostają leki działające na receptor glukagonu. Dasiglukagon jest syntetycznym analogiem hormonu [7], a agoniści podwójni i potrójni łączą działanie na receptor glukagonu z działaniem na receptory hormonów jelitowych [8].

Glukagon jest jednym z dwóch hormonów trzustki, które wspólnie ustalają stężenie glukozy we krwi [9]. Jego nadmiar współtworzy hiperglikemię w cukrzycy typu 2 [10]. Działanie glukagonu obejmuje również wątrobowe przemiany aminokwasów i tłuszczów, a jego receptor stał się celem nowych leków na cukrzycę i otyłość [8].

1.2. Budowa i właściwości decydujące o działaniu

Glukagon jest krótkim peptydem, a trzy cechy jego budowy mają bezpośrednie następstwa dla działania i leczenia. Pierwszą jest znaczenie początkowego odcinka łańcucha, czyli końca aminowego. Enzym dipeptydylopeptydaza 4 (DPP-4), który odcina od peptydów po dwa aminokwasy z tego końca, skraca glukagon do postaci obejmujących aminokwasy 3–29 i 5–29 [11]. W badaniu in vitro skrócone cząsteczki wiązały się z receptorem od 5 do 18 razy słabiej niż glukagon pełnej długości [11]. Pobudzały przy tym receptor tylko częściowo, jako tak zwani częściowi agoniści, czyli ligandy dające słabszą odpowiedź niż hormon natywny [11]. Koniec aminowy jest zatem potrzebny do pełnego pobudzenia receptora.

Drugą cechą jest krótki czas krążenia. U osób zdrowych okres półtrwania glukagonu we krwi wynosi kilka minut [12]. Działanie hormonu zależy więc od ciągłego wydzielania przez komórki alfa, a nie od zapasu krążącego we krwi.

Trzecią cechą są właściwości fizykochemiczne peptydu. Klasyczny zestaw ratunkowy zawierał glukagon w postaci proszku, który rozpuszczano tuż przed wstrzyknięciem [13]. Otrzymanie analogów trwałych i rozpuszczalnych w roztworach wodnych ułatwiło badania nad biologią hormonu i jego wykorzystanie w leczeniu [14]. Przykładem jest dasiglukagon w postaci wodnego roztworu, gotowy do podania z automatycznego wstrzykiwacza przechowywanego w temperaturze pokojowej [7]. Budowa glukagonu wyjaśnia więc zarówno krótkotrwałość jego działania, jak i trudności w przygotowaniu stabilnego leku.

1.3. Rys historyczny

Glukagon odkryto przy okazji prac nad insuliną. Około sto lat temu kilka zespołów zauważyło, że wyciągi z trzustki wywołują krótki wzrost stężenia glukozy, zanim nastąpi spadek przypisywany insulinie [1]. W 1923 roku Charles P. Kimball i John R. Murlin wyodrębnili z trzustki czynnik podnoszący glikemię i nazwali go glukagonem [15]. Nazwa powstała z angielskiego określenia glucose agonist [16]. Przez następne dekady substancję traktowano raczej jako zanieczyszczenie wczesnych preparatów insuliny niż jako hormon [17]. Status hormonu ugruntowało dopiero ustalenie budowy w latach 50. dwudziestego wieku i opracowanie przez Rogera Ungera pierwszej metody radioimmunologicznej, która pozwoliła mierzyć wydzielanie glukagonu [17].

Kolejne rozstrzygnięcie dotyczyło roli glukagonu w cukrzycy. Do połowy lat 70. cukrzycę tłumaczono samym niedoborem insuliny [18]. W 1975 roku Unger i Orci wskazali, że nadmiar glukagonu występuje we wszystkich postaciach hiperglikemii wewnątrzpochodnej, także u psów po całkowitym usunięciu trzustki [18]. Według tej tak zwanej hipotezy dwuhormonalnej niedobór insuliny odpowiada za słabsze zużycie glukozy, a nadmiar glukagonu za jej nadprodukcję w wątrobie [18]. Waga tego mechanizmu w patogenezie cukrzycy pozostaje przedmiotem badań [8].

1.4. Synteza i źródła

Glukagon powstaje z proglukagonu, białka prekursorowego, z którego różne komórki wycinają różne peptydy. Gen proglukagonu ulega ekspresji w komórkach endokrynnych trzustki, w komórkach endokrynnych nabłonka jelita i w wyspecjalizowanych neuronach mózgu [2]. O tym, który peptyd powstanie, decyduje zestaw enzymów tnących obecny w danej komórce.

W komórkach alfa proglukagon tnie konwertaza prohormonów 2 (PC2) i powstaje glukagon [5]. W komórkach L jelita, czyli komórkach endokrynnych wydzielających hormony po posiłku, ten sam prekursor tnie konwertaza prohormonów 1/3 (PC1/3) [5]. Powstają wtedy GLP-1, oksyntomodulina i glukagonopodobny peptyd 2 (GLP-2), który pobudza wzrost nabłonka jelita [5]. Glukagon odpowiada odcinkowi proglukagonu od 33. do 61. aminokwasu, a glicentyna, dłuższy produkt jelitowy, obejmuje aminokwasy od 1. do 69. [6].

Znaczenie tego podziału pokazał eksperyment na myszach. Przeszczepione komórki alfa zawierające PC2 podnosiły stężenie glukagonu i wywoływały łagodną hiperglikemię na czczo [5]. Komórki alfa przestawione na PC1/3 zwiększały natomiast stężenie GLP-1 i GLP-2 oraz poprawiały tolerancję glukozy [5]. Chroniły też zwierzęta przed hiperglikemią wywołaną streptozotocyną, toksyną niszczącą komórki beta [5]. Wynik uzyskano u myszy i nie przenosi się go wprost na człowieka.

Komórki alfa stanowią mniejszość komórek wyspy trzustkowej i leżą w kierunku przepływu krwi za komórkami beta [4]. Krew docierająca do komórek alfa niesie więc insulinę wydzieloną chwilę wcześniej przez komórki beta [1]. Oprócz komórek alfa glukagon wytwarzają w mniejszym stopniu komórki endokrynne jelita i niektóre neurony [1]. Źródło glukagonu krążącego u chorych po usunięciu trzustki nie jest pewne, a autorzy badania nad takimi chorymi wskazali jelito jako źródło prawdopodobne [3]. Z jednego genu powstają zatem hormony o przeciwnym wpływie na glikemię, a o wyniku decyduje enzym tnący obecny w komórce.

Glukagon — Działanie na wątrobę — rozkład i synteza glukozy
Działanie na wątrobę — rozkład i synteza glukozy

2. Mechanizm działania i funkcje

2.1. Receptory i punkty uchwytu

Glukagon działa przez jeden własny receptor, receptor glukagonu (ang. glucagon receptor, GCGR), który przekazuje sygnał hormonu do wnętrza komórki. Receptor ten jest członkiem klasy 2 receptorów metabotropowych, czyli receptorów sprzężonych z białkami G, razem z receptorami GLP-1, GLP-2, glukozozależnego polipeptydu insulinotropowego, somatoliberyny i sekretyny [2]. Jak inne receptory tej grupy przechodzi on przez błonę komórkową siedmiokrotnie, a hormon wiąże od strony zewnętrznej komórki.

Rozmieszczenie receptora w tkankach długo pozostawało niepewne. Receptor występuje w małej ilości, a przeciwciała służące do jego wykrywania bywają nieswoiste [19]. W ocenie 12 przeciwciał dostępnych w handlu najlepsze z nich wykazało receptor w nerkach, wątrobie, prekursorach komórek tłuszczowych, trzustce i sercu [19]. Trzy metody niezależne od przeciwciał potwierdziły jego obecność w trzustce, wątrobie i nerkach [19]. U szczura informacyjny RNA (mRNA) receptora, czyli matryca jego syntezy, występował obficie w wątrobie, nerkach, sercu, tkance tłuszczowej, śledzionie i wyspach trzustkowych, a w mniejszej ilości w mięśniach szkieletowych [20]. Obecność mRNA nie przesądza jednak, że hormon w danej tkance działa w stężeniach fizjologicznych.

Najważniejszym punktem uchwytu glukagonu jest wątroba. Hormon dociera do niej krwią żyły wrotnej, zanim rozcieńczy się w krążeniu ogólnym [4]. U ochotników głodzonych przez kilka tygodni niższe stężenia glukagonu zmieniały stężenia aminokwasów we krwi, a dopiero stężenia odpowiadające krwi wrotnej pobudzały wytwarzanie glukozy w wątrobie [21]. Drugim ważnym punktem uchwytu są komórki beta wysp, w których glukagon przez białko G pobudza wydzielanie insuliny [1]. Nerki są natomiast głównym miejscem usuwania glukagonu z krwi [12]. Działanie hormonu skupia się więc w wątrobie, a pozostałe narządy z receptorem odpowiadają za działania pozawątrobowe, słabiej poznane.

2.2. Kaskada sygnałowa

Kaskada sygnałowa glukagonu zamienia związanie hormonu z receptorem w zmianę pracy wielu enzymów komórki wątrobowej, czyli hepatocytu. Stanem wyjściowym jest hepatocyt z niskim stężeniem cyklicznego adenozynomonofosforanu (cAMP), przekaźnika wtórnego, który przenosi sygnał hormonów z błony do wnętrza komórki. Bodźcem jest związanie glukagonu z receptorem, który aktywuje białko G pobudzające, oznaczane Gs. Białko Gs włącza w błonie cyklazę adenylanową, a ta wytwarza cAMP z adenozynotrifosforanu. Cykliczny AMP wiąże się z podjednostkami regulatorowymi kinazy białkowej A (PKA), enzymu fosforylującego białka docelowe, i uwalnia jej podjednostki katalityczne.

Pierwsza odpowiedź dotyczy enzymów już obecnych w komórce. Fosforylacja przez PKA uruchamia w wątrobie rozkład glikogenu i zwiększa uwalnianie glukozy do krwi [4]. Druga odpowiedź obejmuje geny i trwa dłużej. Glukagon zwiększa na czczo wytwarzanie glukozy, pobudzając transkrypcję genów glukoneogenezy przez CREB, czyli białko wiążące element odpowiedzi na cAMP, czynnik transkrypcyjny aktywowany przez ten przekaźnik [22]. Po posiłku koaktywator TORC2, nazywany też CRTC2, czyli białko wzmacniające działanie CREB, pozostaje w cytoplazmie [22]. Na czczo ulega defosforylacji i przechodzi do jądra, gdzie wzmacnia działanie CREB na promotorach genów glukoneogenezy [22, 23].

Kaskada ma własne hamulce. Kompleks CREB i TORC2 zwiększa także ekspresję genu substratu receptora insuliny 2 (IRS2), białka przekazującego sygnał insuliny w wątrobie [23]. U myszy ten mechanizm ograniczał wytwarzanie glukozy przez wątrobę na czczo [23]. Kinaza białkowa aktywowana przez AMP (AMPK), czujnik niedoboru energii w komórce, działa odwrotnie do glukagonu: fosforyluje TORC2, zatrzymuje go w cytoplazmie i osłabia program glukoneogenezy [22]. Sygnał wygasa, gdy fosfodiesterazy rozkładają cAMP [24].

glukagon → receptor glukagonu → Gs → cyklaza adenylanowa → cAMP ↑ → PKA → rozkład glikogenu · CREB z TORC2 → geny glukoneogenezy

Stanem końcowym jest hepatocyt, który uwalnia glukozę z glikogenu i wytwarza ją z innych substratów. Dwie odpowiedzi o różnym tempie pozwalają glukagonowi podtrzymywać stężenie glukozy zarówno między posiłkami, jak i w dłuższym głodzie.

2.3. Funkcje

2.3.1. Przemiany glukozy

Przemiany glukozy są najlepiej poznanym obszarem działania glukagonu. We krwi człowieka o masie ciała 70 kg krąży tylko około 4 g glukozy, a ilość ta pozostaje stała dzięki układowi sterowania, w którym główną rolę odgrywają glukagon i insulina [9]. Glukagon podnosi stężenie glukozy, zwiększając jej napływ z wątroby do krwi. Wątroba uzyskuje tę glukozę dwiema drogami. Pierwszą jest rozkład glikogenu, czyli zapasu glukozy w hepatocytach, uruchamiany przez kaskadę cAMP i PKA [4]. Drugą jest glukoneogeneza, czyli synteza glukozy z substratów niecukrowych, takich jak aminokwasy, mleczan i glicerol. Glukagon pobudza ją przez transkrypcję genów enzymów tego szlaku [22].

Obie drogi różnią się tempem i pojemnością. Rozkład glikogenu dostarcza glukozę szybko, ale zapas glikogenu w wątrobie jest ograniczony. Glukoneogeneza rusza wolniej, lecz może trwać tak długo, jak długo wątroba otrzymuje substraty. Glukagon zapewnia w ten sposób stały dopływ glukozy do komórek, których czynność zależy od glukozy [9].

2.3.2. Przemiany aminokwasów

Aminokwasy są drugim głównym przedmiotem działania glukagonu. Jego udział w wytwarzaniu mocznika znano od dziesięcioleci, a metody metabolomiczne pozwoliły opisać go dokładniej [25]. Wątroba pobiera aminokwasy z krwi, usuwa z nich azot w cyklu mocznikowym, a pozostałe szkielety węglowe może zużyć w glukoneogenezie. Glukagon przyspiesza ten proces. W ciągu kilku minut zwiększał wytwarzanie mocznika u myszy, w izolowanej wątrobie szczura i w ludzkich hepatocytach w hodowli [26]. U myszy leczonych antagonistą receptora glukagonu oraz u myszy transgenicznych, u których liczba komórek alfa była mniejsza o 95%, aminokwasy znikały z krwi wolniej, a mocznika powstawało mniej [26].

Zależność działa w obie strony. Myszy bez receptora glukagonu miały we krwi nadmiar aminokwasów, wysokie stężenie glukagonu oraz rozrost komórek alfa [27]. Mieszanina aminokwasów zwiększała w hodowli wydzielanie glukagonu przez komórki alfa około sześciokrotnie, a ich namnażanie około dwukrotnie [27]. Wątroba i komórki alfa tworzą więc pętlę sprzężenia zwrotnego, nazywaną osią wątroba–komórka alfa [8]. Glukagon usuwa z krwi nadmiar aminokwasów, a ich stężenie zwrotnie reguluje jego wydzielanie.

2.3.3. Przemiany tłuszczów

Wpływ glukagonu na tłuszcze dotyczy głównie wątroby, a nie tkanki tłuszczowej. U siedmiu zdrowych młodych mężczyzn podniesiono stężenie glukagonu z wartości typowych dla czczo, 20–40 pg/ml, do 110–130 pg/ml [28]. Lipoliza, czyli rozkład tłuszczu zapasowego, w podskórnej tkance tłuszczowej brzucha nie wzrosła [28]. W wątrobie glukagon uczestniczy natomiast w przemianach ciał ketonowych. U ochotników głodzonych przez kilka tygodni zmieniały je stężenia glukagonu odpowiadające krwi wrotnej [21].

O roli glukagonu w wątrobowych przemianach lipidów najwięcej mówią skutki jego braku. U osób leczonych antagonistami receptora glukagonu obserwowano zaburzenia lipidowe i zwiększenie ilości tłuszczu w wątrobie [25]. W badaniu antagonisty MK-0893 u chorych na cukrzycę typu 2 stężenie cholesterolu frakcji LDL, czyli lipoprotein o małej gęstości przenoszących cholesterol do tkanek, rosło zależnie od dawki [29]. Autorzy powiązali ten efekt z większym wchłanianiem cholesterolu w jelicie, a nie z jego syntezą [29]. Utrata sygnału glukagonu sprzyja więc gromadzeniu tłuszczu w wątrobie i wzrostowi stężenia cholesterolu LDL we krwi.

2.3.4. Wydatek energetyczny

Glukagon zwiększa wydatek energetyczny organizmu, czyli ilość energii zużywanej w jednostce czasu. U 11 zdrowych mężczyzn wlew glukagonu zwiększył wydatek energetyczny o 15%, a ekspozycja na zimno o 14% [30]. Podobny wynik miał jednak inne podłoże. Zimno podnosiło temperaturę skóry nad obojczykami i stężenie noradrenaliny we krwi, a glukagon nie zmieniał żadnego z tych parametrów [30]. W podgrupie badanych z aktywną po zimnie brunatną tkanką tłuszczową glukagon nie zwiększał jej aktywności metabolicznej w pozytonowej tomografii emisyjnej [30].

Brunatna tkanka tłuszczowa, wyspecjalizowana w wytwarzaniu ciepła, nie odpowiada zatem za dodatkowe zużycie energii po glukagonie. Autorzy uznali, że zwiększanie wydatku energetycznego bez udziału brunatnej tkanki tłuszczowej ma znaczenie dla rozwoju bezpiecznych leków na otyłość [30]. Pobudzanie receptora glukagonu stało się jednym z głównych elementów leków zmniejszających masę ciała [14]. Wpływ glukagonu na bilans energii wykracza więc poza samą regulację glikemii.

2.4. Regulacja wydzielania i zmienność dobowa

Wydzielanie glukagonu przez komórki alfa zależy od stężenia glukozy, od sygnałów z sąsiednich komórek wyspy, od układu nerwowego i od aminokwasów. Niskie stężenie glukozy pobudza wydzielanie glukagonu, a wysokie je hamuje [1]. Insulina hamuje wydzielanie glukagonu, a glukagon pobudza wydzielanie insuliny, więc oba hormony regulują się nawzajem [1].

Znaczenie insuliny wydzielanej wewnątrz wyspy pokazało badanie u 14 osób bez cukrzycy. W jednej próbie hamowano wydzielanie insuliny somatostatyną jeszcze przed wywołaniem hipoglikemii, tak aby w czasie hipoglikemii nie mogło ono już spaść [31]. Stężenie glukagonu było wtedy o około 30% mniejsze niż w próbie bez somatostatyny [31]. Spadek insuliny w wyspie jest więc jednym z sygnałów uruchamiających wyrzut glukagonu w hipoglikemii. Pozostałe dwa proponowane mechanizmy to bezpośrednie działanie niskiej glukozy na komórkę alfa i pobudzenie nerwów autonomicznego układu nerwowego unerwiających wyspę [4]. Wśród czynników działających w obrębie wyspy wymienia się oprócz insuliny również somatostatynę, kwas gamma-aminomasłowy, glutaminian i cynk [32].

Aminokwasy pobudzają komórki alfa także przy wysokim stężeniu glukozy. W izolowanej trzustce myszy arginina zwiększała wydzielanie glukagonu tak samo przy niskim, jak przy wysokim stężeniu glukozy [33]. U ludzi po wypiciu roztworów białkowych wzrost stężenia glukagonu był liniowo związany ze wzrostem stężenia aminokwasów, a równolegle rosło stężenie insuliny [34]. Stężenie glukagonu zmienia się też w ciągu doby. U 24 zdrowych mężczyzn ze stałymi porami snu i posiłków glukagon osiągał maksimum o 18.26, a minimum w nocy [35]. Zmiany te nie korelowały ze stężeniem glukozy, a autorzy powiązali je z rytmem dobowym [35]. Komórka alfa łączy zatem sygnały o dostępności glukozy i aminokwasów z sygnałami nerwowymi i porą doby.

2.5. Inaktywacja i wydalanie

Glukagon krąży we krwi krótko, a o tempie jego usuwania decydują narządy, które go wychwytują i rozkładają. Przez długi czas nie było jasne, które narządy odgrywają tu główną rolę u człowieka [12]. Rozstrzygnięcie przyniosło badanie z udziałem 16 chorych z przewlekłą chorobą nerek w stadium 4, 16 chorych z marskością wątroby i 16 osób z grupy kontrolnej [12]. Wszyscy otrzymywali glukagon we wlewie przez 60 minut.

U osób z grupy kontrolnej klirens metaboliczny glukagonu, czyli objętość osocza oczyszczana z hormonu w jednostce czasu, wynosił 20,4 ml/kg/min, a okres półtrwania 5,7 minuty [12]. W przewlekłej chorobie nerek klirens spadł do 14,0 ml/kg/min, a okres półtrwania wydłużył się do 7,5 minuty [12]. W marskości wątroby oba parametry nie różniły się od wartości w grupie kontrolnej [12]. Autorzy uznali więc nerki za główne miejsce eliminacji glukagonu u człowieka.

W rozkładzie hormonu uczestniczą enzymy trawiące peptydy. U uśpionych świń kandoksatril, inhibitor obojętnej endopeptydazy 24.11, zwiększył stężenie własnego glukagonu z 6,3 do 20,7 pmol/l [36]. Ten sam inhibitor zmniejszył wychwyt glukagonu przez nerki z 40,4% do 18,6% [36]. Endopeptydaza uczestniczy zatem w nerkowym usuwaniu glukagonu, choć wynik uzyskano u świń. Przy niewydolności nerek glukagon krąży dłużej, co może sprzyjać jego wyższym stężeniom we krwi [12].

Glukagon — Wzajemna regulacja z insuliną
Wzajemna regulacja z insuliną

3. Zaburzenia i modyfikacja

3.1. Niedobór – przyczyny i następstwa

Niedobór działania glukagonu u człowieka najlepiej poznano na przykładzie wrodzonej wady jego receptora. W tym stanie hormon krąży we krwi, a nawet jest go dużo, ale komórki docelowe na niego nie odpowiadają. Wada receptora glukagonu, nazywana chorobą Mahvasha, dziedziczy się autosomalnie recesywnie, czyli ujawnia się, gdy obie kopie genu niosą mutację [37].

Mechanizm opisano na przykładzie mutacji P86S, czyli zamiany jednego aminokwasu w receptorze. Zmutowany receptor zatrzymywał się w siateczce śródplazmatycznej, zamiast docierać do błony komórkowej, i słabiej wiązał glukagon [38]. U chorych z tą mutacją w obu kopiach genu stwierdzano wysokie stężenie glukagonu, rozrost komórek alfa i guzy neuroendokrynne trzustki [38]. Wątroba bez działającego receptora słabiej rozkłada aminokwasy, a ich nadmiar pobudza komórki alfa do wydzielania hormonu i do namnażania [27].

Następstwa metaboliczne wady odpowiadają funkcjom glukagonu w wątrobie. U siedmioletniej dziewczynki, u której wadę wykryto dzięki podwyższonemu stężeniu argininy w badaniu przesiewowym noworodków, utrzymywał się nadmiar wielu aminokwasów we krwi, w tym glutaminy, alaniny, argininy i lizyny [37]. Stężenie glukagonu było u niej bardzo wysokie [37]. Dziewczynka miała też podwyższone stężenie cholesterolu LDL, choć była bardzo szczupła [37]. Ten sam układ zaburzeń, czyli nadmiar aminokwasów i rozrost komórek alfa, opisano u myszy pozbawionych receptora glukagonu [27]. Brak działania glukagonu przejawia się zatem przede wszystkim zaburzeniami przemian aminokwasów i lipidów, a u dorosłych także rozrostem wysp i ryzykiem guzów [37].

3.2. Nadmiar – przyczyny i następstwa

Bezwzględny nadmiar glukagonu występuje między innymi wtedy, gdy wydziela go guz z komórek alfa, czyli glukagonoma. Zespół glukagonoma, czyli zespół objawów wywołanych takim guzem, obejmuje utratę masy ciała, nekrolityczny rumień wędrujący, cukrzycę, zapalenie jamy ustnej i biegunkę [39]. Nekrolityczny rumień wędrujący to zapalna zmiana skóry, która zmienia swoje położenie.

W serii 21 chorych leczonych w Mayo Clinic w latach 1975–1991 najczęstszymi objawami na początku choroby były utrata masy ciała (71%) i nekrolityczny rumień wędrujący (67%) [39]. Cukrzycę miało wtedy 8 chorych, ale w dalszym przebiegu rozwinęła się ona u 16 z 21 [39]. Połączenie rumienia z cukrzycą prowadziło do rozpoznania w ciągu 7 miesięcy, a każdy z tych objawów osobno dopiero po 4 latach [39]. W chwili rozpoznania wszyscy chorzy mieli przerzuty [39]. Cukrzyca w tym zespole wynika z nadprodukcji glukozy w wątrobie pobudzanej przez nadmiar hormonu.

Zespół ten obejmuje również niedokrwistość i niedobór aminokwasów we krwi [40]. Nadmiar glukagonu przyspiesza bowiem rozkład aminokwasów w wątrobie [26]. Hipoteza łączy nekrolityczny rumień wędrujący z tym niedoborem. Przemawia za nią opis chorej, u której zmiany skórne ustąpiły po dożylnym podawaniu aminokwasów, choć wcześniej nie reagowały na analog somatostatyny, operację zmniejszającą masę guza ani chemioterapię [40].

Oferta NeuroExpert
NeuroExpert · bez reklam
Masz dość reklam?
Wyłącz banery, przerywniki i dolną belkę. Subskrypcja daje także pełny dostęp do bazy wiedzy NeuroExpert oraz treści premium.
Bez reklam
Pełny dostęp
Treści premium
Wyłącz reklamy

Znacznie częstszy od guza jest względny nadmiar glukagonu, czyli stężenie zbyt wysokie w stosunku do stężenia glukozy. Towarzyszy on cukrzycy typu 2 i stłuszczeniu wątroby [10]. Nadmiar glukagonu zwiększa więc przede wszystkim stężenie glukozy, a przy długim trwaniu, jak w zespole glukagonoma, obniża stężenie aminokwasów we krwi.

3.3. Rola w patogenezie chorób

Glukagon jest ogniwem w mechanizmie cukrzycy obu typów i stłuszczeniowej choroby wątroby. W cukrzycy typu 2 problemem jest glukagon wydzielany w nieodpowiednim momencie i w zbyt dużej ilości wobec panującej glikemii. U chorych z otyłością i bez otyłości stężenie glukagonu było podwyższone przez cały dzień, a jego suma korelowała z sumą stężeń glukozy (r = 0,57) [41]. Udział tego nadmiaru w hiperglikemii potwierdza obserwacja, że antagoniści receptora glukagonu wyraźnie obniżają u tych chorych glikemię na czczo [10]. Po doustnym podaniu glukozy glukagon rósł nawet u chorych bez trzustki, co wskazuje na współudział jelita w nadmiarze hormonu [3].

Z cukrzycą typu 2 łączy się stłuszczenie wątroby, a przez nie tak zwana oporność na glukagon, czyli słabsza odpowiedź wątroby na hormon. W badaniu 15 szczupłych mężczyzn i 15 mężczyzn z otyłością i stłuszczeniem wątroby ci drudzy mieli na czczo więcej glukagonu i aminokwasów we krwi [42]. Wysokie stężenie glukagonu nie obniżało u nich stężenia aminokwasów, choć wytwarzanie glukozy przez wątrobę było w obu grupach podobne [42]. W wątrobach chorych bez cukrzycy z niealkoholową stłuszczeniową chorobą wątroby ekspresja genów cyklu mocznikowego i genu receptora glukagonu była obniżona [43]. Hipoteza osi wątroba–komórka alfa zakłada, że stłuszczona wątroba gorzej rozkłada aminokwasy, a ich nadmiar pobudza wydzielanie glukagonu [10]. Nadmiar glukagonu miałby z czasem zwiększać wytwarzanie glukozy, co zbliża stłuszczenie wątroby do cukrzycy typu 2 [10].

W cukrzycy typu 1 zaburzenie ma dwie strony. Komórki alfa nie odpowiadają na hipoglikemię: u sześciu chorych w młodym wieku glukagon nie wzrósł w ciężkiej hipoglikemii wywołanej insuliną, choć reagował nadmiernie na wlew argininy [44]. Odpowiedź ta słabnie wkrótce po zachorowaniu, a do jej przyczyn należą utrata komórek beta i utrata nerwów współczulnych w wyspach [4]. Brak wyrzutu glukagonu zwiększa ryzyko hipoglikemii wywołanej insuliną [45]. Jednocześnie wydzielanie glukagonu przy braku insuliny jest zbyt duże i przyczynia się do hiperglikemii oraz do narastania ciał ketonowych i kwasicy w cukrzycowej kwasicy ketonowej [4].

Znaczenie glukagonu w cukrzycy z niedoboru insuliny pokazały doświadczenia na zwierzętach. Zwierzęta pozbawione receptora glukagonu nie zapadały na cukrzycę po zniszczeniu komórek beta streptozotocyną [17]. U chorych na cukrzycę typu 1 antagoniści receptora glukagonu nie normalizowali jednak glikemii [17]. Glukagon jest zatem współsprawcą hiperglikemii w obu typach cukrzycy, ale w cukrzycy typu 1 samo zahamowanie jego działania nie wyrównuje glikemii.

3.4. Punkt uchwytu leków

Glukagon jest jednocześnie hormonem i lekiem, a na jego receptor działają trzy grupy leków: glukagon i jego analogi, antagoniści receptora oraz agoniści kilku receptorów naraz, wśród których jest receptor glukagonu. Każda grupa wykorzystuje inną właściwość hormonu.

Glukagon i jego analogi są lekami ratunkowymi w ciężkiej hipoglikemii u chorych na cukrzycę leczonych insuliną [7, 8]. Pobudzają receptor w wątrobie, która uwalnia glukozę z glikogenu do krwi. W badaniu u 48 dzieci i nastolatków z cukrzycą typu 1 glukagon podany domięśniowo podniósł glikemię o co najmniej 25 mg/dl (1,4 mmol/l) w ciągu 20 minut po wszystkich 24 podaniach [13]. Proszek glukagonu podawany donosowo dał taki sam efekt po 58 z 59 podań [13]. Przemijające nudności wystąpiły w 67% sesji z podaniem domięśniowym i w 42% sesji z podaniem donosowym [13]. Dasiglukagon, analog w postaci gotowego roztworu, podniósł glikemię u dorosłych z cukrzycą typu 1 w medianie 10 minut, wobec 35 minut po placebo [7]. W metaanalizie 5 badań z randomizacją obejmujących 347 chorych dasiglukagon przywracał glikemię szybciej niż glukagon, a jego bezpieczeństwo było porównywalne [46]. Nudności i wymioty są typowymi działaniami niepożądanymi tej grupy leków [7].

Glukagon hamuje też perystaltykę jelit i z tego powodu stosuje się go w diagnostyce obrazowej. W badaniu rezonansu magnetycznego u sześciu ochotników glukagon podany dożylnie zatrzymywał ruchy jelita cienkiego średnio po 65 sekundach na 23,3 minuty [47]. W przesiewowej kolonografii tomografii komputerowej glukagon otrzymywały osoby, u których nie można było podać butylobromku hioscyny [48]. Jelito grube było odpowiednio rozdęte u 96% z nich i u 100% osób otrzymujących butylobromek hioscyny, a nudności zgłosiło 13% badanych po glukagonie [48].

Glukagon bywa podawany w zatruciach antagonistami receptorów beta-adrenergicznych. Postulowany mechanizm zakłada, że hormon pobudza w sercu własny receptor i zwiększa stężenie cAMP z pominięciem zablokowanych receptorów beta. Przegląd systematyczny z 2003 roku nie znalazł jednak kontrolowanych badań u ludzi, a w modelach zwierzęcych glukagon przyspieszał rytm serca, nie zmieniając średniego ciśnienia tętniczego [49]. W nowszym przeglądzie ryzyko błędu systematycznego oceniono jako wysokie dla wszystkich metod leczenia takich zatruć [50].

Antagoniści receptora glukagonu wykorzystują udział hormonu w hiperglikemii cukrzycy typu 2. W dwóch badaniach fazy 2 doustny antagonista LY2409021 obniżył po 24 tygodniach odsetek hemoglobiny glikowanej (HbA1c), wskaźnika średniej glikemii z ostatnich miesięcy, o 0,92 punktu procentowego przy najwyższej badanej dawce, wobec 0,15 przy placebo [51]. Częstość hipoglikemii nie różniła się od placebo [51]. Rosły jednak aktywność aminotransferaz, czyli enzymów wskazujących na obciążenie wątroby, oraz stężenia glukagonu i GLP-1 na czczo, a zmiany te ustępowały po odstawieniu leku [51]. Inny antagonista, MK-0893, zmniejszał HbA1c zależnie od dawki, najwyżej o 1,5 punktu procentowego po 12 tygodniach [29].

Agoniści wielu receptorów działają odwrotnie: pobudzają receptor glukagonu razem z receptorami hormonów jelitowych [8]. Hipoteza leżąca u podstaw tego połączenia zakłada, że działanie glukagonu na wątrobę uzupełni działanie agonisty GLP-1, na przykład w stłuszczeniowym zapaleniu wątroby [52]. Retatrutyd pobudza receptory glukagonu, GLP-1 i glukozozależnego polipeptydu insulinotropowego (GIP), hormonu jelitowego wzmacniającego wydzielanie insuliny [53]. Tirzepatyd jest agonistą dwóch z tych receptorów, GIP i GLP-1 [54]. W badaniu fazy 2 u 338 dorosłych z otyłością lub nadwagą masa ciała po 48 tygodniach zmniejszyła się o 24,2% przy najwyższej badanej dawce retatrutydu, wobec 2,1% przy placebo [53]. Najczęstsze działania niepożądane dotyczyły przewodu pokarmowego, a przyspieszenie rytmu serca zależało od dawki, osiągało szczyt w 24. tygodniu i potem malało [53].

W badaniu fazy 3 u 537 chorych na cukrzycę typu 2 leczonych wcześniej tylko dietą i wysiłkiem retatrutyd obniżył po 40 tygodniach HbA1c o 1,69–1,94 punktu procentowego, wobec 0,81 przy placebo [55]. Masa ciała zmniejszyła się o 11,5–15,3%, wobec 2,6% przy placebo, i nie odnotowano ciężkiej hipoglikemii [55]. Leczenie z powodu działań niepożądanych przerwało 2–5% chorych otrzymujących retatrutyd i nikt w grupie placebo [55].

Survodutyd pobudza receptory glukagonu i GLP-1. W badaniu fazy 2 u 293 chorych ze stłuszczeniowym zapaleniem wątroby związanym z zaburzeniami metabolicznymi i włóknieniem poprawę histologiczną bez nasilenia włóknienia uzyskało po 48 tygodniach 43–62% chorych, wobec 14% przy placebo [52]. Nudności wystąpiły u 66% chorych wobec 23%, a wymioty u 41% wobec 4% [52]. Mazdutyd, również agonista receptorów GLP-1 i glukagonu, zmniejszył w badaniu fazy 3 u 610 dorosłych w Chinach z nadwagą lub otyłością masę ciała po 48 tygodniach o 11,00% i 14,01%, wobec wzrostu o 0,30% przy placebo [56]. Działania niepożądane dotyczyły głównie przewodu pokarmowego i były przeważnie łagodne lub umiarkowane [56]. Pobudzenie receptora glukagonu w połączeniu z receptorami hormonów jelitowych obniża więc glikemię i masę ciała, choć sam glukagon glikemię podnosi.

3.5. Modyfikacja behawioralna i dietetyczna

Wydzielanie glukagonu zmienia się pod wpływem głodzenia, składu posiłku i wysiłku fizycznego. W badaniu nad kilkutygodniowym głodzeniem stężenie glukagonu wzrosło dwukrotnie do trzeciego dnia, a potem spadło do wartości równej wartości po nocnym poście albo nieco wyższej [21]. Stężenie insuliny obniżyło się w tym czasie do stałego poziomu [21]. Autorzy uznali współdziałanie niskiej insuliny i względnie wysokiego glukagonu za mechanizm, który ustala tempo pobierania przez wątrobę substratów glukoneogenezy [21].

Skład posiłku zmienia przebieg odpowiedzi glukagonu. U sześciu osób roztwory hydrolizatów białek grochu lub serwatki podnosiły glukagon szybciej, a roztwór pełnych białek mleka wywoływał wzrost bardziej długotrwały [34]. Wielkość odpowiedzi była przy tym podobna dla trzech roztworów o tej samej zawartości azotu [34]. Tempo pojawiania się aminokwasów we krwi wyznacza więc tempo odpowiedzi glukagonu.

Wysiłek fizyczny zwiększa stosunek stężenia glukagonu do stężenia insuliny we krwi [57]. Gdy stężenia obu hormonów utrzymywano na stałym poziomie tak zwaną klamrą trzustkową, wysiłek słabiej zwiększał stężenie białka GDF15, czyli czynnika różnicowania wzrostu 15, sygnału wydzielanego przez wątrobę [57]. Regularny trening nie zmienił natomiast stężenia glukagonu na czczo. W analizie post hoc badania z randomizacją u 120 osób z nadwagą i stanem przedcukrzycowym ani trening, ani metformina, ani dapagliflozyna nie zmieniły stężenia glukagonu na czczo i jego spadku po doustnej glukozie [58]. Zachowania wpływają zatem na wydzielanie glukagonu głównie doraźnie, a trwałej zmiany stężenia na czczo w tej grupie nie obserwowano.

3.6. Wsparcie suplementacyjne

Wpływ substancji stosowanych jako suplementy na glukagon badano głównie w małych badaniach u ludzi i w modelach zwierzęcych. Glutamina jest aminokwasem, który w modelach zwierzęcych działa jako czynnik z wątroby pobudzający namnażanie komórek alfa [45]. W badaniu z randomizacją kolejności u 24 osób, szczupłych, z otyłością oraz z otyłością i cukrzycą typu 2 lub nietolerancją glukozy, doustna glutamina zwiększała wydzielanie glukagonu we wszystkich trzech grupach [59]. Równocześnie rosły stężenia GLP-1, GIP i insuliny [59].

Cynk, wydzielany z komórek beta razem z insuliną, hamował wydzielanie glukagonu, gdy podawano go z zewnątrz w doświadczeniach na zwierzętach [32]. U myszy z mniejszą zawartością cynku w komórkach beta wydzielanie glukagonu było jednak prawidłowe [32]. U 28 chorych na dobrze wyrównaną cukrzycę typu 2 z prawidłowym zaopatrzeniem w cynk roczna suplementacja cynku nie zmieniła stężenia glukagonu na czczo ani jego odpowiedzi na wlew glukozy i insuliny [60]. U 44 kobiet z umiarkowaną otyłością, uczestniczących w programie ćwiczeń, pikolinian chromu przyjmowany przez 12 tygodni nie zmienił stężenia glukagonu [61].

Berberyna, alkaloid roślinny, działa na kaskadę glukagonu w wątrobie, a nie na jego wydzielanie. U myszy z cukrzycą aktywowała fosfodiesterazy, obniżała stężenie cAMP w hepatocytach i osłabiała wywołane glukagonem wytwarzanie glukozy [24]. Dane te pochodzą z modeli mysich i nie przenosi się ich wprost na ludzi.

Kierunek wpływu i siła dowodu różnią się między tymi substancjami:

Substancja Mechanizm wpływu Kierunek Siła dowodu
L-glutamina aminokwas pobudzający komórki alfa ↑ stężenie B
Cynk hamowanie wydzielania w doświadczeniach na zwierzętach, brak zmiany po rocznej suplementacji w cukrzycy typu 2 ~ B
Chrom brak zmiany stężenia po 12 tygodniach u kobiet z otyłością ~ B
Berberyna aktywacja fosfodiesteraz i spadek cAMP w hepatocytach ↓ działanie w wątrobie C (myszy)

Żadna z tych substancji nie ma dobrze udokumentowanego wpływu na glukagon u ludzi. Glutamina podnosi jego stężenie doraźnie, cynk i chrom w badaniach z randomizacją go nie zmieniały, a osłabienie działania glukagonu przez berberynę opisano dotąd u myszy.

Glukagon — Oś wątrobowo-trzustkowa aminokwasów
Oś wątrobowo-trzustkowa aminokwasów

4. Uwagi praktyczne

4.1. Jak to zbadać

Stężenie glukagonu oznacza się w osoczu metodami immunochemicznymi, a wynik zależy od metody i od obchodzenia się z próbką. Oznaczenie wykonuje się między innymi przy podejrzeniu guza wydzielającego glukagon, w którym stężenie hormonu jest podwyższone [40]. U dziecka z wadą receptora glukagonu stężenie hormonu było bardzo wysokie, a do rozpoznania prowadził nadmiar aminokwasów we krwi [37].

Swoistość testów jest ich główną słabością. W ocenie 10 zestawów dostępnych w handlu tylko trzy oznaczały swoiście glukagon [6]. Jeden zestaw mierzył w równym stopniu glukagon, oksyntomodulinę i glicentynę, czyli tak zwany glukagon całkowity [6]. Czułość i precyzja większości testów były słabe, a najlepszy z nich wykrywał stężenia od około 10 pmol/l [6]. Dokładniejsze pomiary umożliwiły testy kanapkowe, w których dwa przeciwciała rozpoznają dwa różne fragmenty cząsteczki [17]. W badaniach naukowych stosuje się także spektrometrię mas [3].

Glukagon rozkłada się w pobranej krwi. W osoczu z dodatkiem inhibitorów enzymów jego odzysk pogarszał się, gdy próbka stała w temperaturze pokojowej dłużej niż godzinę, a pozostawał prawidłowy w lodzie do 3 godzin [62]. Zamrożenie próbki zmniejszało odzysk glukagonu o prawie 50% w porównaniu z analizą natychmiastową [62]. Wynik zależy również od pory pobrania, bo stężenie glukagonu ma rytm dobowy [35].

Wynik podaje się w pg/ml, czyli ng/l, albo w pmol/l, jednostce częstej w publikacjach badawczych. U 120 osób ze stanem przedcukrzycowym mediana stężenia na czczo wynosiła 11 pmol/l [58]. Zakres referencyjny zależy od zestawu, a wyniki uzyskane różnymi metodami nie są porównywalne [6].

Glukagon służy też jako bodziec w testach czynnościowych. W teście z glukagonem mierzy się peptyd C, fragment proinsuliny wydzielany w ilości równomolowej z insuliną, który odzwierciedla wydzielanie insuliny przez komórki beta [63]. Autorzy przeglądu uznali ten test za dobry kompromis między czułością a prostotą wykonania [63]. Test z glukagonem jest również jednym z testów stymulacyjnych w rozpoznawaniu niedoboru hormonu wzrostu u dorosłych [64].

4.2. Na co warto zwrócić uwagę

Podwyższone stężenie glukagonu nie jest rozpoznaniem. Hiperglukagonemię opisano w cukrzycy typu 2, u osób z otyłością i stłuszczeniem wątroby oraz przy zmniejszonym klirensie hormonu w przewlekłej chorobie nerek [12, 41, 42]. Zespół glukagonoma jest wśród tych przyczyn chorobą rzadką [39]. Wynik oznaczenia nabiera więc znaczenia dopiero w zestawieniu z glikemią, czynnością nerek i obrazem klinicznym.

Glukagon bywa przedstawiany jako hormon, który w głodzie spala tłuszcz zapasowy. W stężeniach fizjologicznych nie zwiększał on jednak lipolizy w podskórnej tkance tłuszczowej człowieka [28]. Zmniejszenie masy ciała po lekach pobudzających receptor glukagonu ma zatem inne źródła, a jednym z badanych jest zwiększony wydatek energetyczny [30].

Hamowanie działania glukagonu nie jest obojętne dla wysp trzustkowych. U samic myszy przewlekłe podawanie przeciwciała hamującego receptor glukagonu zmniejszało rozkład aminokwasów i wytwarzanie mocznika, a także wywoływało rozrost komórek alfa i utratę komórek beta [65]. Przewlekłe pobudzanie receptora długodziałającym analogiem glukagonu dawało obraz odwrotny, z niedorozwojem komórek alfa [65]. Przełożenie tych wyników na ludzi wymaga badań.

Wiele ustaleń o mechanizmach działania glukagonu pochodzi z doświadczeń na zwierzętach. Rolę koaktywatora TORC2, pętlę wątroba–komórka alfa i następstwa zmiany enzymu tnącego proglukagon opisano u myszy [5, 22, 27]. Badania agonistów receptora glukagonu u ludzi trwały od 40 do 48 tygodni [52, 53, 55, 56]. Skutki wieloletniego pobudzania tego receptora pozostają więc nieznane. Decyzję o stosowaniu glukagonu jako leku ratunkowego i leków działających na jego receptor podejmuje lekarz prowadzący.

Najważniejsze ustalenia - Glukagon

  • Glukagon — Glukagon usuwają nerki, nie wątroba (5,7 → 7,5 min)Glukagon usuwają z krwi przede wszystkim nerki, a nie wątroba: w przewlekłej chorobie nerek okres półtrwania hormonu wydłużał się z 5,7 do 7,5 minuty, a w marskości wątroby pozostawał prawidłowy [12].
  • Glukagon — Glukagon bez trzustkiGlukagon krąży we krwi także po całkowitym usunięciu trzustki, a u takich chorych jego stężenie rośnie po doustnej glukozie, co wskazuje na źródło pozatrzustkowe, prawdopodobnie jelitowe [3].
Dostęp dla subskrybentów
Ta treść jest dostępna po zalogowaniu.
Masz już konto? Zaloguj się
Wykup dostęp

Źródła wyszukane w PubMed (NLM/NCBI). Przy każdej pozycji podano identyfikator PMID i odnośnik DOI.

  1. Robertson RP. Brief overview: glucagon history and physiology. J Endocrinol. 2023;258(2). DOI · PMID: 37227172
  2. Mayo KE, Miller LJ, Bataille D, Dalle S, Göke B, Thorens B, et al. International Union of Pharmacology. XXXV. The glucagon receptor family. Pharmacol Rev. 2003;55(1):167-94. DOI · PMID: 12615957
  3. Lund A, Bagger JI, Wewer Albrechtsen NJ, Christensen M, Grøndahl M, Hartmann B, et al. Evidence of Extrapancreatic Glucagon Secretion in Man. Diabetes. 2016;65(3):585-97. DOI · PMID: 26672094
  4. Taborsky GJ. The physiology of glucagon. J Diabetes Sci Technol. 2010;4(6):1338-44. DOI · PMID: 21129328
  5. Wideman RD, Covey SD, Webb GC, Drucker DJ, Kieffer TJ. A switch from prohormone convertase (PC)-2 to PC1/3 expression in transplanted alpha-cells is accompanied by differential processing of proglucagon and improved glucose homeostasis in mice. Diabetes. 2007;56(11):2744-52. DOI · PMID: 17698597
  6. Bak MJ, Albrechtsen NW, Pedersen J, Hartmann B, Christensen M, Vilsbøll T, et al. Specificity and sensitivity of commercially available assays for glucagon and oxyntomodulin measurement in humans. Eur J Endocrinol. 2014;170(4):529-38. DOI · PMID: 24412928
  7. Bailey TS, Willard J, Klaff LJ, Yager Stone J, Melgaard A, Tehranchi R. Dasiglucagon, a next-generation glucagon analogue, for treatment of severe hypoglycaemia via an autoinjector device: Results of a phase 3, randomized, double-blind trial. Diabetes Obes Metab. 2021;23(10):2329-2335. DOI · PMID: 34169625
  8. Wewer Albrechtsen NJ, Holst JJ, Cherrington AD, Finan B, Gluud LL, Dean ED, et al. 100 years of glucagon and 100 more. Diabetologia. 2023;66(8):1378-1394. DOI · PMID: 37367959
  9. Wasserman DH. Four grams of glucose. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2009;296(1):E11-21. DOI · PMID: 18840763
  10. Wewer Albrechtsen NJ, Pedersen J, Galsgaard KD, Winther-Sørensen M, Suppli MP, Janah L, et al. The Liver-α-Cell Axis and Type 2 Diabetes. Endocr Rev. 2019;40(5):1353-1366. DOI · PMID: 30920583
  11. Hinke SA, Pospisilik JA, Demuth HU, Mannhart S, Kühn-Wache K, Hoffmann T, et al. Dipeptidyl peptidase IV (DPIV/CD26) degradation of glucagon. Characterization of glucagon degradation products and DPIV-resistant analogs. J Biol Chem. 2000;275(6):3827-34. DOI · PMID: 10660533
  12. Grøndahl MFG, Lange AH, Suppli MP, Bagger JI, Thing M, Gluud LL, et al. Glucagon Clearance Is Decreased in Chronic Kidney Disease but Preserved in Liver Cirrhosis. Diabetes. 2024;73(10):1641-1647. DOI · PMID: 39052774
  13. Sherr JL, Ruedy KJ, Foster NC, Piché CA, Dulude H, Rickels MR, et al. Glucagon Nasal Powder: A Promising Alternative to Intramuscular Glucagon in Youth With Type 1 Diabetes. Diabetes Care. 2016;39(4):555-62. DOI · PMID: 26884472
  14. Müller TD, Finan B, Clemmensen C, DiMarchi RD, Tschöp MH. The New Biology and Pharmacology of Glucagon. Physiol Rev. 2017;97(2):721-766. DOI · PMID: 28275047
  15. de Herder WW, Klöppel G. One hundred years after the discovery of insulin and glucagon: the history of tumors and hyperplasias that hypersecrete these hormones. Endocr Relat Cancer. 2023;30(9). DOI · PMID: 37310813
  16. Cantley J, Poitout V, Hull-Meichle RL. 100 years of glucagon anniversary. J Endocrinol. 2023;258(3). DOI · PMID: 37194667
  17. Holst JJ. Glucagon 100 years. Important, but still enigmatic. Peptides. 2023;161:170942. DOI · PMID: 36626940
  18. Unger RH, Orci L. The essential role of glucagon in the pathogenesis of diabetes mellitus. Lancet. 1975;1(7897):14-6. DOI · PMID: 46337
  19. Bomholt AB, Johansen CD, Christensen JB, Kjeldsen SAS, Galsgaard KD, Winther-Sørensen M, et al. Evaluation of commercially available glucagon receptor antibodies and glucagon receptor expression. Commun Biol. 2022;5(1):1278. DOI · PMID: 36418521
  20. Hansen LH, Abrahamsen N, Nishimura E. Glucagon receptor mRNA distribution in rat tissues. Peptides. 1995;16(6):1163-6. DOI · PMID: 8532603
  21. Marliss EB, Aoki TT, Unger RH, Soeldner JS, Cahill GF. Glucagon levels and metabolic effects in fasting man. J Clin Invest. 1970;49(12):2256-70. DOI · PMID: 5480852
  22. Koo SH, Flechner L, Qi L, Zhang X, Screaton RA, Jeffries S, et al. The CREB coactivator TORC2 is a key regulator of fasting glucose metabolism. Nature. 2005;437(7062):1109-11. DOI · PMID: 16148943
  23. Canettieri G, Koo SH, Berdeaux R, Heredia J, Hedrick S, Zhang X, et al. Dual role of the coactivator TORC2 in modulating hepatic glucose output and insulin signaling. Cell Metab. 2005;2(5):331-8. DOI · PMID: 16271533
  24. Zhong Y, Jin J, Liu P, Song Y, Zhang H, Sheng L, et al. Berberine Attenuates Hyperglycemia by Inhibiting the Hepatic Glucagon Pathway in Diabetic Mice. Oxid Med Cell Longev. 2020;2020:6210526. DOI · PMID: 31976031
  25. Janah L, Kjeldsen S, Galsgaard KD, Winther-Sørensen M, Stojanovska E, Pedersen J, et al. Glucagon Receptor Signaling and Glucagon Resistance. Int J Mol Sci. 2019;20(13). DOI · PMID: 31284506
  26. Winther-Sørensen M, Galsgaard KD, Santos A, Trammell SAJ, Sulek K, Kuhre RE, et al. Glucagon acutely regulates hepatic amino acid catabolism and the effect may be disturbed by steatosis. Mol Metab. 2020;42:101080. DOI · PMID: 32937194
  27. Galsgaard KD, Winther-Sørensen M, Ørskov C, Kissow H, Poulsen SS, Vilstrup H, et al. Disruption of glucagon receptor signaling causes hyperaminoacidemia exposing a possible liver-alpha-cell axis. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2018;314(1):E93-E103. DOI · PMID: 28978545
  28. Gravholt CH, Møller N, Jensen MD, Christiansen JS, Schmitz O. Physiological levels of glucagon do not influence lipolysis in abdominal adipose tissue as assessed by microdialysis. J Clin Endocrinol Metab. 2001;86(5):2085-9. DOI · PMID: 11344211
  29. Guan HP, Yang X, Lu K, Wang SP, Castro-Perez JM, Previs S, et al. Glucagon receptor antagonism induces increased cholesterol absorption. J Lipid Res. 2015;56(11):2183-95. DOI · PMID: 26373568
  30. Salem V, Izzi-Engbeaya C, Coello C, Thomas DB, Chambers ES, Comninos AN, et al. Glucagon increases energy expenditure independently of brown adipose tissue activation in humans. Diabetes Obes Metab. 2016;18(1):72-81. DOI · PMID: 26434748
  31. Gosmanov NR, Szoke E, Israelian Z, Smith T, Cryer PE, Gerich JE, et al. Role of the decrement in intraislet insulin for the glucagon response to hypoglycemia in humans. Diabetes Care. 2005;28(5):1124-31. DOI · PMID: 15855577
  32. Hardy AB, Serino AS, Wijesekara N, Chimienti F, Wheeler MB. Regulation of glucagon secretion by zinc: lessons from the β cell-specific Znt8 knockout mouse model. Diabetes Obes Metab. 2011;13 Suppl 1:112-7. DOI · PMID: 21824264
  33. Maruszczak K, Rasmussen C, Ceutz FR, Ørgaard A, Elmelund E, Richter MM, et al. Arginine-induced glucagon secretion and glucagon-induced enhancement of amino acid catabolism are not influenced by ambient glucose levels in mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2022;323(3):E207-E214. DOI · PMID: 35830690
  34. Calbet JA, MacLean DA. Plasma glucagon and insulin responses depend on the rate of appearance of amino acids after ingestion of different protein solutions in humans. J Nutr. 2002;132(8):2174-82. DOI · PMID: 12163658
  35. Zilstorff DB, Richter MM, Hannibal J, Jørgensen HL, Sennels HP, Wewer Albrechtsen NJ. Secretion of glucagon, GLP-1 and GIP may be affected by circadian rhythm in healthy males. BMC Endocr Disord. 2024;24(1):38. DOI · PMID: 38481208
  36. Trebbien R, Klarskov L, Olesen M, Holst JJ, Carr RD, Deacon CF. Neutral endopeptidase 24.11 is important for the degradation of both endogenous and exogenous glucagon in anesthetized pigs. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2004;287(3):E431-8. DOI · PMID: 15126240
  37. Li H, Zhao L, Singh R, Ham JN, Fadoju DO, Bean LJH, et al. The first pediatric case of glucagon receptor defect due to biallelic mutations in GCGR is identified by newborn screening of elevated arginine. Mol Genet Metab Rep. 2018;17:46-52. DOI · PMID: 30294546
  38. Yu R, Chen CR, Liu X, Kodra JT. Rescue of a pathogenic mutant human glucagon receptor by pharmacological chaperones. J Mol Endocrinol. 2012;49(2):69-78. DOI · PMID: 22693263
  39. Wermers RA, Fatourechi V, Wynne AG, Kvols LK, Lloyd RV. The glucagonoma syndrome. Clinical and pathologic features in 21 patients. Medicine (Baltimore). 1996;75(2):53-63. DOI · PMID: 8606627
  40. Shepherd ME, Raimer SS, Tyring SK, Smith EB. Treatment of necrolytic migratory erythema in glucagonoma syndrome. J Am Acad Dermatol. 1991;25(5 Pt 2):925-8. DOI · PMID: 1761771
  41. Reaven GM, Chen YD, Golay A, Swislocki AL, Jaspan JB. Documentation of hyperglucagonemia throughout the day in nonobese and obese patients with noninsulin-dependent diabetes mellitus. J Clin Endocrinol Metab. 1987;64(1):106-10. DOI · PMID: 3536980
  42. Suppli MP, Bagger JI, Lund A, Demant M, van Hall G, Strandberg C, et al. Glucagon Resistance at the Level of Amino Acid Turnover in Obese Subjects With Hepatic Steatosis. Diabetes. 2020;69(6):1090-1099. DOI · PMID: 31974144
  43. Eriksen PL, Vilstrup H, Rigbolt K, Suppli MP, Sørensen M, Heebøll S, et al. Non-alcoholic fatty liver disease alters expression of genes governing hepatic nitrogen conversion. Liver Int. 2019;39(11):2094-2101. DOI · PMID: 31386258
  44. Gerich JE, Langlois M, Noacco C, Karam JH, Forsham PH. Lack of glucagon response to hypoglycemia in diabetes: evidence for an intrinsic pancreatic alpha cell defect. Science. 1973;182(4108):171-3. DOI · PMID: 4581053
  45. Gromada J, Chabosseau P, Rutter GA. The α-cell in diabetes mellitus. Nat Rev Endocrinol. 2018;14(12):694-704. DOI · PMID: 30310153
  46. Dholariya S, Parchwani D, Dutta S, Singh R. Clinical efficacy and safety of dasiglucagon in severe hypoglycemia associated with patients of type 1 diabetes mellitus: a systematic review and meta-analysis. Expert Rev Clin Pharmacol. 2023;16(1):61-71. DOI · PMID: 36266088
  47. Gutzeit A, Binkert CA, Koh DM, Hergan K, von Weymarn C, Graf N, et al. Evaluation of the anti-peristaltic effect of glucagon and hyoscine on the small bowel: comparison of intravenous and intramuscular drug administration. Eur Radiol. 2012;22(6):1186-94. DOI · PMID: 22270141
  48. de Haan MC, Boellaard TN, Bossuyt PM, Stoker J. Colon distension, perceived burden and side-effects of CT-colonography for screening using hyoscine butylbromide or glucagon hydrochloride as bowel relaxant. Eur J Radiol. 2012;81(8):e910-6. DOI · PMID: 22683196
  49. Bailey B. Glucagon in beta-blocker and calcium channel blocker overdoses: a systematic review. J Toxicol Clin Toxicol. 2003;41(5):595-602. DOI · PMID: 14514004
  50. Rotella JA, Greene SL, Koutsogiannis Z, Graudins A, Hung Leang Y, Kuan K, et al. Treatment for beta-blocker poisoning: a systematic review. Clin Toxicol (Phila). 2020;58(10):943-983. DOI · PMID: 32310006
  51. Kazda CM, Ding Y, Kelly RP, Garhyan P, Shi C, Lim CN, et al. Evaluation of Efficacy and Safety of the Glucagon Receptor Antagonist LY2409021 in Patients With Type 2 Diabetes: 12- and 24-Week Phase 2 Studies. Diabetes Care. 2016;39(7):1241-9. DOI · PMID: 26681715
  52. Sanyal AJ, Bedossa P, Fraessdorf M, Neff GW, Lawitz E, Bugianesi E, et al. A Phase 2 Randomized Trial of Survodutide in MASH and Fibrosis. N Engl J Med. 2024;391(4):311-319. DOI · PMID: 38847460
  53. Jastreboff AM, Kaplan LM, Frías JP, Wu Q, Du Y, Gurbuz S, et al. Triple-Hormone-Receptor Agonist Retatrutide for Obesity – A Phase 2 Trial. N Engl J Med. 2023;389(6):514-526. DOI · PMID: 37366315
  54. Jastreboff AM, Aronne LJ, Ahmad NN, Wharton S, Connery L, Alves B, et al. Tirzepatide Once Weekly for the Treatment of Obesity. N Engl J Med. 2022;387(3):205-216. DOI · PMID: 35658024
  55. Bajaj HS, Welch M, Shah P, Luna E, Jaouimaa FZ, Liu B, et al. Efficacy and safety of retatrutide, a GIP, GLP-1, and glucagon receptor agonist, in people with type 2 diabetes and inadequate glycaemic control with diet and exercise (TRANSCEND-T2D-1): a double-blind, randomised, phase 3 trial. Lancet. 2026;407(10546):2402-2413. DOI · PMID: 42250575
  56. Ji L, Jiang H, Bi Y, Li H, Tian J, Liu D, et al. Once-Weekly Mazdutide in Chinese Adults with Obesity or Overweight. N Engl J Med. 2025;392(22):2215-2225. DOI · PMID: 40421736
  57. Plomgaard P, Hansen JS, Townsend LK, Gudiksen A, Secher NH, Clemmesen JO, et al. GDF15 is an exercise-induced hepatokine regulated by glucagon and insulin in humans. Front Endocrinol (Lausanne). 2022;13:1037948. DOI · PMID: 36545337
  58. Clemmensen KKB, Blond MB, Amadid H, Bruhn L, Vistisen D, Karstoft K, et al. No effects of dapagliflozin, metformin or exercise on plasma glucagon concentrations in individuals with prediabetes: A post hoc analysis from the randomized controlled PRE-D trial. Diabetes Obes Metab. 2021;23(2):530-539. DOI · PMID: 33146457
  59. Greenfield JR, Farooqi IS, Keogh JM, Henning E, Habib AM, Blackwood A, et al. Oral glutamine increases circulating glucagon-like peptide 1, glucagon, and insulin concentrations in lean, obese, and type 2 diabetic subjects. Am J Clin Nutr. 2009;89(1):106-113. DOI · PMID: 19056578
  60. Pérez A, Rojas P, Carrasco F, Basfi-Fer K, Pérez-Bravo F, Codoceo J, et al. Zinc Supplementation Does Not Affect Glucagon Response to Intravenous Glucose and Insulin Infusion in Patients with Well-Controlled Type 2 Diabetes. Biol Trace Elem Res. 2018;185(2):255-261. DOI · PMID: 29374382
  61. Volpe SL, Huang HW, Larpadisorn K, Lesser II. Effect of chromium supplementation and exercise on body composition, resting metabolic rate and selected biochemical parameters in moderately obese women following an exercise program. J Am Coll Nutr. 2001;20(4):293-306. DOI · PMID: 11506057
  62. Wewer Albrechtsen NJ, Bak MJ, Hartmann B, Christensen LW, Kuhre RE, Deacon CF, et al. Stability of glucagon-like peptide 1 and glucagon in human plasma. Endocr Connect. 2015;4(1):50-7. DOI · PMID: 25596009
  63. Leighton E, Sainsbury CA, Jones GC. A Practical Review of C-Peptide Testing in Diabetes. Diabetes Ther. 2017;8(3):475-487. DOI · PMID: 28484968
  64. Yuen KCJ, Biller BMK, Radovick S, Carmichael JD, Jasim S, Pantalone KM, et al. American Association of Clinical Endocrinologists and American College of Endocrinology Guidelines for Management of Growth Hormone Deficiency in Adults and Patients Transitioning from Pediatric to Adult Care. Endocr Pract. 2019;25(11):1191-1232. DOI · PMID: 31760824
  65. Elmelund E, Galsgaard KD, Johansen CD, Trammell SAJ, Bomholt AB, Winther-Sørensen M, et al. Opposing effects of chronic glucagon receptor agonism and antagonism on amino acids, hepatic gene expression, and alpha cells. iScience. 2022;25(11):105296. DOI · PMID: 36325048

Podobne wpisy