Encyklopedia

Osteokalcyna

Osteokalcyna to białko macierzy kostnej wytwarzane przez osteoblasty, które wiąże minerały kości i porządkuje ich kryształy. Część osteokalcyny przechodzi do krwi, gdzie jej stężenie odzwierciedla tempo przebudowy kości. U myszy opisano ją jako hormon regulujący glukozę i płodność, ale u ludzi ta rola jest sporna.
Poziom:
Czas czytania:
35 MIN
Ostatnia aktualizacja: 7 października, 2026
Osteokalcyna — Białko macierzy kostnej
Udostępnij:
Spis Treści

W skrócie

  • Czym jest osteokalcyna?
    Osteokalcyna jest białkiem wytwarzanym przez osteoblasty, które wiąże minerał kości dzięki trzem resztom Gla powstającym z udziałem witaminy K. Część osteokalcyny trafia do krwi, gdzie służy jako marker tworzenia kości.
  • Co oznacza podwyższona osteokalcyna?
    Podwyższona osteokalcyna oznacza zwykle szybki obrót kostny, na przykład w nadczynności przytarczyc albo w chorobie Pageta. Nie świadczy o mocnych kościach, a na wynik wpływają też pora pobrania i czynność nerek.
  • Jak bada się osteokalcynę?
    Osteokalcynę oznacza się w surowicy albo osoczu testami wykrywającymi całą cząsteczkę i jej fragmenty. Białko rozpada się w próbce w temperaturze pokojowej, więc wynik zależy od szybkiego wykonania analizy albo zamrożenia krwi.
  • Jaki jest związek osteokalcyny z witaminą K?
    Witamina K jest kofaktorem enzymu, który wytwarza w osteokalcynie reszty Gla. Przy jej niedoborze albo leczeniu warfaryną rośnie udział osteokalcyny niedokarboksylowanej, będący wskaźnikiem zaopatrzenia w witaminę K.
  • Czym różni się osteokalcyna od kalcytoniny?
    Osteokalcyna jest białkiem macierzy kostnej wytwarzanym przez osteoblasty. Kalcytonina jest hormonem peptydowym komórek C tarczycy, który hamuje osteoklasty, więc mimo podobnej nazwy obie cząsteczki pełnią inne role.

1. Charakterystyka białka

1.1. Definicja i klasyfikacja

Osteokalcyna (ang. osteocalcin) to niekolagenowe białko macierzy kostnej należące do białek zależnych od witaminy K, wytwarzane przez osteoblasty [1, 2]. Wśród niekolagenowych białek kości występuje w największej ilości [3, 4]. Druga nazwa, białko Gla kości, pochodzi od trzech reszt kwasu γ-karboksyglutaminowego, w skrócie Gla, które wiążą jony wapnia [1, 5]. Od tej nazwy pochodzi symbol genu BGLAP [6]. Osteoblasty część osteokalcyny wbudowują w macierz kostną, a część oddają do krwi [5].

Reszty Gla osteokalcyny powstają w tej samej reakcji zależnej od witaminy K, która tworzy miejsca wiązania wapnia w protrombinie, czynniku krzepnięcia krwi [1, 7]. Mimo wspólnego mechanizmu modyfikacji osteokalcyna nie jest homologiczna z odcinkami Gla czynników krzepnięcia [1]. W klasyfikacji hormonów bywa opisywana jako hormon kości, jednak ten status pozostaje sporny. W modelach mysich zespołu Gérarda Karsenty’ego działała na trzustkę, jądra, mózg i mięśnie [8, 9]. W dwóch innych, niezależnie wytworzonych liniach myszy pozbawionych osteokalcyny takich działań nie stwierdzono [3, 4].

Osteokalcyna bywa mylona z kalcytoniną, choć różni je miejsce powstawania i rola. Kalcytonina jest hormonem peptydowym komórek C tarczycy, który hamuje osteoklasty, a osteokalcyna powstaje w kości i jest wbudowywana w jej macierz [5]. Osteokalcynę myli się też z innymi markerami tworzenia kości: kostną fosfatazą zasadową i N-końcowym propeptydem prokolagenu typu I, czyli P1NP, uwalnianym przy syntezie kolagenu [10, 11]. Kryterium różnicującym jest charakter cząsteczki: fosfataza jest enzymem, P1NP produktem ubocznym syntezy kolagenu, a osteokalcyna białkiem wiążącym minerał [12]. Z osteokalcyną bywa też mylone białko Gla macierzy, które również wymaga witaminy K, ale hamuje zwapnienie tkanek miękkich, na przykład ściany naczyń [13].

Pojęcie osteokalcyny obejmuje całą cząsteczkę, jej postacie różniące się liczbą reszt Gla oraz fragmenty krążące we krwi [5, 10]. Postać z kompletem trzech reszt Gla nazywa się karboksylowaną. Postać, w której części reszt brakuje, nazywa się niedokarboksylowaną i oznacza skrótem ucOC (ang. undercarboxylated osteocalcin) [5]. Rozróżnienie to jest osią sporu o funkcję osteokalcyny: hipoteza hormonalna zakłada, że czynnym hormonem jest właśnie ucOC [14, 15]. U ludzi odsetek ucOC w osteokalcynie całkowitej służy natomiast jako wskaźnik zaopatrzenia organizmu w witaminę K w badaniach naukowych [5].

Osteokalcyna ma zatem dwie odrębne role w piśmiennictwie. Jest markerem tworzenia kości oznaczanym we krwi od lat osiemdziesiątych dwudziestego wieku [10, 16]. Jest też głównym argumentem w sporze o to, czy szkielet działa jako narząd wydzielania wewnętrznego [8, 17].

1.2. Budowa i właściwości

Osteokalcyna jest małym białkiem, którego długość zależy od gatunku i wynosi od 47 do 50 aminokwasów [1]. Ludzka osteokalcyna jest łańcuchem 49 aminokwasów [2]. O jej działaniu decydują dwie cechy budowy: rozmieszczenie reszt Gla i kształt, który nadaje cząsteczce związany wapń. Od nich zależy, że tak małe białko przylega do minerału kości w określonym ułożeniu [12].

W osteokalcynie bydlęcej trzy reszty Gla zajmują pozycje 17, 21 i 24 [18]. Po związaniu jonów wapnia ten odcinek przyjmuje postać zwartej helisy, w której reszty Gla ustawiają się po jednej stronie [1, 18]. Odległości między nimi odpowiadają odległościom między jonami wapnia w krysztale hydroksyapatytu, czyli fosforanu wapnia tworzącego minerał kości [18]. Struktura krystaliczna osteokalcyny świńskiej pokazała ujemnie naładowaną powierzchnię, która wiąże pięć jonów wapnia w układzie dopasowanym do sieci hydroksyapatytu [12]. Osteokalcyna rozpoznaje więc powierzchnię kryształu przez przestrzenne dopasowanie swoich ładunków do jonów wapnia w jego sieci [12].

Reszty Gla nie są jednak warunkiem samego przylegania do minerału. Rekombinowana ludzka osteokalcyna wytworzona w bakteriach, a więc pozbawiona reszt Gla, wiązała hydroksyapatyt tak samo jak białko wyizolowane z kości [2]. Autorzy tej pracy wnioskowali, że reszty Gla odpowiadają za ukierunkowane wiązanie o dużym powinowactwie [2]. Ta obserwacja zgadza się z późniejszymi danymi, w których brak osteokalcyny u myszy zaburzał ułożenie kryształów, a nie ilość kości ani wielkość kryształów [3].

Budowa osteokalcyny różni się między gatunkami, a różnice te mają znaczenie dla przenoszenia wyników badań na człowieka. Mysz ma dwa geny osteokalcyny, Bglap i Bglap2, więc model pozbawiony białka wymaga usunięcia obu [3, 4]. Autorzy modelu szczurzego zwrócili uwagę, że różnice między osteokalcyną mysią i ludzką dotyczą zarówno genomu, jak i białka [6]. Otoczenie genu osteokalcyny u szczura jest bardziej podobne do ludzkiego niż u myszy [6]. Z tego powodu wyniki uzyskane wyłącznie u myszy nie przenoszą się na człowieka wprost.

1.3. Rys historyczny

Historia osteokalcyny to ciąg trzech rozstrzygnięć, z których każde zmieniało pogląd na jej funkcję. Do połowy lat siedemdziesiątych dwudziestego wieku kwas γ-karboksyglutaminowy znano z protrombiny, czynnika krzepnięcia, w którym powstaje z udziałem witaminy K w wątrobie [7]. W 1975 roku Hauschka, Lian i Gallop wykryli ten sam aminokwas bezpośrednio w tkance zmineralizowanej i rozpoznali w nim aminokwas wiążący wapń [7]. Rok później zespół Price’a oczyścił z kości kilku gatunków białko zawierające Gla i wykazał w białku bydlęcym trzy takie reszty [19].

Kierunek wpływu osteokalcyny na ilość kości rozstrzygnął w 1996 roku zespół Patricii Ducy i Gérarda Karsenty’ego. Myszy pozbawione osteokalcyny miały więcej kości o lepszej jakości mechanicznej, a tworzenie kości było u nich nasilone przy niezmienionej resorpcji [20]. Osteokalcynę uznano wtedy za czynnik ograniczający tworzenie kości [20]. W 2007 roku ten sam zespół opisał u myszy pozbawionych osteokalcyny nietolerancję glukozy i oporność na insulinę, co dało początek hipotezie hormonalnej [21]. W 2020 roku dwa zespoły spoza tej grupy wytworzyły nowe linie myszy bez osteokalcyny i nie potwierdziły ani większej masy kości, ani zaburzeń hormonalnych [3, 4]. Jedna z tych prac przypisała osteokalcynie rolę w ułożeniu kryształów minerału [3]. Tym samym wróciła, w zmienionej postaci, hipoteza z lat 70.: osteokalcyna jako białko porządkujące minerał, a nie hormon [17].

1.4. Synteza i źródła

Głównym źródłem osteokalcyny są osteoblasty, czyli komórki budujące kość [2]. Białko występuje też w zębinie, a więc w tkance zęba, która również ulega mineralizacji [1]. Synteza osteokalcyny składa się z czterech etapów: transkrypcji genu, obróbki białka prekursorowego, karboksylacji i wydzielenia. Każdy z tych etapów ma własny punkt kontroli, dlatego skład krążącej osteokalcyny zależy od stanu osteoblastu.

Transkrypcję genu osteokalcyny uruchamiają w osteoblaście dwa sygnały. Pierwszym jest czynnik transkrypcyjny Runx2, dawniej nazywany Osf2/Cbfa1, który wiąże się z OSE2, swoistym dla osteoblastów odcinkiem promotora, i steruje różnicowaniem tych komórek [22]. Drugim jest kalcytriol, czyli czynna postać witaminy D, który przez element odpowiedzi o długości 21 par zasad zwiększa transkrypcję ludzkiego genu [23]. Runx2 wyznacza więc, które komórki wytwarzają osteokalcynę, a kalcytriol wpływa na to, ile jej wytwarzają.

Po translacji osteokalcyna ma postać prekursora, czyli prohormonu z dodatkowym odcinkiem na początku łańcucha [24]. Odcinek ten odcina w osteoblaście furyna, enzym z rodziny konwertaz proprotein [24]. Niezależnie od tego γ-karboksylaza, w skrócie GGCX, przekształca trzy reszty kwasu glutaminowego w reszty Gla jeszcze przed wydzieleniem białka [15]. Reakcja wymaga zredukowanej witaminy K, którą odtwarza reduktaza epoksydu witaminy K, w skrócie VKORC1 [15]. Cięcie przez furynę przebiega niezależnie od karboksylacji [24]. Po wydzieleniu osteokalcyna trafia do macierzy kostnej albo do krwi [5].

Postać niedokarboksylowana może powstawać dwiema drogami. Pierwszą jest niepełna karboksylacja w osteoblaście, gdy brakuje witaminy K albo gdy jej odtwarzanie blokuje lek przeciwkrzepliwy z grupy antagonistów witaminy K, na przykład warfaryna [5, 13]. Drugą drogę opisuje hipoteza zespołu Mathieu Ferrona z 2010 roku. Osteoklasty rozpuszczają kość w kwaśnym środowisku, a kwaśne pH wystarcza do usunięcia grup karboksylowych z białek macierzy [14]. Według tej hipotezy osteokalcyna uwolniona z macierzy przy resorpcji przechodzi do krwi jako ucOC [14]. Dane na poparcie tej drogi pochodzą głównie z modeli mysich, choć autorzy przedstawili też obserwacje u ludzi [14].

Osteokalcyna — Karboksylacja zależna od witaminy K
Karboksylacja zależna od witaminy K

2. Mechanizm działania i funkcje

2.1. Receptory i punkty uchwytu

Osteokalcyna ma dwa rodzaje punktów uchwytu, różniące się pewnością danych. Pierwszym jest minerał kości, czyli hydroksyapatyt, z którym osteokalcyna wiąże się bez udziału receptora [12]. Drugim są receptory na powierzchni komórek poza kością, opisane w modelach zwierzęcych i w hodowlach komórek. Karsenty w przeglądzie z 2023 roku wymienia trzy takie receptory [9]. Dwa z nich, GPRC6A i GPR158, mają dokładniej opisaną sygnalizację [25, 26].

GPRC6A to receptor metabotropowy, czyli działający przez białko G, który rozpoznaje kilka ligandów naraz. Poza osteokalcyną pobudzają go testosteron, aminokwasy zasadowe i kationy dwuwartościowe [27]. Ludzkie zarodkowe komórki nerki HEK-293 nabywały odpowiedzi na osteokalcynę dopiero po wprowadzeniu genu GPRC6A [28]. Odpowiedź polegała na fosforylacji kinazy białkowej D1 (PKD1) i kinazy regulowanej sygnałem zewnątrzkomórkowym (ERK), czyli enzymów przenoszących sygnał do wnętrza komórki [28]. U myszy pozbawionych GPRC6A wstrzyknięta osteokalcyna znacznie słabiej pobudzała wydzielanie insuliny niż u myszy prawidłowych [28]. W komórkach Leydiga jąder osteokalcyna działała przez ten sam receptor i czynnik transkrypcyjny CREB, czyli białko wiążące element odpowiedzi na cAMP, zwiększając ekspresję enzymów syntezy testosteronu [25, 29].

GPR158 to receptor sprzężony z białkiem G, obecny w neuronach pola CA3 hipokampu [26]. U myszy przekazywał on wpływ osteokalcyny na pamięć zależną od hipokampu [26]. Sygnał biegł częściowo przez trifosforan inozytolu, przekaźnik wtórny uwalniający wapń z magazynów komórki, oraz przez czynnik neurotroficzny pochodzenia mózgowego, w skrócie BDNF [26]. BDNF jest białkiem, które podtrzymuje przeżycie neuronów i plastyczność synaps.

Rola GPRC6A jako receptora osteokalcyny jest sporna. Zespół, który opisał ten receptor, przyznaje, że nowo wytworzone myszy pozbawione osteokalcyny albo GPRC6A nie mają zaburzeń metabolicznych [30]. Autorzy tłumaczą rozbieżności różnicami szczepów myszy i warunków środowiska, ale nie rozstrzygają sporu [30]. U człowieka pojawił się w toku ewolucji wariant GPRC6A, który według autorów przeglądu może zmieniać transport receptora do błony komórkowej [27]. Wariant pierwotny, obecny u innych gatunków, zachowało około 1% Azjatów, 15% Europejczyków i 40% osób pochodzenia afrykańskiego [27]. Wyniki badań nad czynnością ludzkiego wariantu są niespójne, a rola GPRC6A u człowieka pozostaje niejasna [27, 30]. Sygnalizację osteokalcyny przez receptory opisano więc głównie w hodowlach komórek i u myszy, a jej znaczenie u ludzi nie zostało potwierdzone [27].

2.2. Funkcje osteokalcyny

2.2.1. Mineralizacja macierzy kostnej

W kości osteokalcyna wpływa na to, jak ułożone są kryształy minerału względem włókien kolagenu. W prawidłowej kości oś długa kryształów apatytu biegnie równolegle do włókien kolagenowych [3]. U myszy pozbawionych osteokalcyny to ułożenie było silnie zaburzone, choć orientacja włókien kolagenu i wielkość kryształów pozostały prawidłowe [3]. Kość tych myszy była słabsza mechanicznie, mimo że jej ilość się nie zmieniła [3]. W innej pracy myszy pozbawione osteokalcyny, osteopontyny albo obu tych białek miały zmienioną wielkość i organizację kryształów [31]. Osteokalcyna silniej niż osteopontyna wpływała tam na cechy fizyczne minerału [31].

Wyniki dotyczące ilości i wytrzymałości kości nie są jednak zgodne. W modelu Ducy z 1996 roku brak osteokalcyny zwiększał masę kości, a w modelu szczurzym z 2016 roku zwiększał objętość kości beleczkowej, bez zmiany kości korowej [6, 20]. W obu modelach kość była bardziej wytrzymała mechanicznie [6, 20]. W linii Diegela z 2020 roku masa i wytrzymałość kości nie różniły się od kontroli, a zmieniła się dojrzałość kolagenu i stosunek węglanu do fosforanu w minerale [4]. Prace te zgadzają się więc co do udziału osteokalcyny w jakości minerału, a różnią się co do jej wpływu na ilość tkanki kostnej.

2.2.2. Przemiany glukozy

Hipoteza hormonalna zakłada, że osteokalcyna niedokarboksylowana zwiększa wydzielanie i działanie insuliny. Myszy pozbawione osteokalcyny w pracy Lee z 2007 roku miały mniej namnażających się komórek beta trzustki, nietolerancję glukozy i oporność na insulinę [21]. Ex vivo osteokalcyna zwiększała w komórkach beta ekspresję cykliny D1, białka napędzającego podział komórki, oraz samej insuliny [21]. W komórkach tłuszczowych zwiększała ekspresję adiponektyny, hormonu poprawiającego wrażliwość na insulinę [21]. Kolejne prace tego zespołu wskazały, że czynna jest postać niekarboksylowana, a karboksylacja przez GGCX hamuje działanie hormonalne [15]. Myszy bez furyny w osteoblastach miały mniej ucOC we krwi i gorszą tolerancję glukozy [24].

W dwóch niezależnych liniach myszy pozbawionych osteokalcyny przemiany glukozy były prawidłowe [3, 4]. U szczurów bez osteokalcyny obserwowano różnice w regulacji glukozy, przy niezmienionej masie i składzie ciała [6]. U ludzi dane są pośrednie. W badaniu 348 starszych osób bez cukrzycy stężenie ucOC nie wiązało się z opornością na insulinę, a związek dotyczył osteokalcyny całkowitej i karboksylowanej [32]. Z hipotezy wynika, że witamina K, która obniża ucOC, pogarszałaby wrażliwość na insulinę [5]. Tymczasem w 36-miesięcznym badaniu z randomizacją u 355 starszych osób wskaźnik oporności na insulinę był po witaminie K niższy u mężczyzn, a u kobiet nie różnił się od kontroli [33]. Ograniczone dane u ludzi nie potwierdzają więc przewidywań wyprowadzonych z modeli mysich [5].

2.2.3. Układ rozrodczy mężczyzn

W 2011 roku zespół Karsenty’ego opisał osteokalcynę jako regulator czynności endokrynnej jąder u samców myszy. W hodowlach mieszanych osteoblasty pobudzały wytwarzanie testosteronu przez jądra, ale nie wpływały na wytwarzanie estrogenów przez jajniki [25]. Osteokalcyna działała na komórki Leydiga przez receptor sprzężony z białkiem G i sprzyjała przeżyciu komórek płciowych [25]. W kolejnej pracy ten sam zespół ustalił, że osteokalcyna i hormon luteinizujący działają na komórki Leydiga dwiema równoległymi drogami [29]. Wśród mężczyzn z pierwotną niewydolnością jąder autorzy znaleźli dwóch nosicieli tego samego wariantu GPRC6A, który nie docierał do błony komórkowej [29].

Niezależne dane nie potwierdzają jednak tej funkcji. W linii myszy Moriishiego synteza testosteronu była prawidłowa, a w linii Diegela płodność samców nie różniła się od kontroli [3, 4]. W badaniu 2966 mężczyzn w wieku 70–89 lat stężenie testosteronu nie wiązało się z markerami obrotu kostnego, w tym z ucOC [34]. Autorzy tego badania nie znaleźli dowodów, że ucOC wpływa na krążący testosteron u starszych mężczyzn [34]. Dwa przypadki nosicielstwa wariantu receptora nie wystarczają do ustalenia, czy oś kość–jądra działa u człowieka.

2.2.4. Czynność mózgu

W modelach mysich osteokalcyna działała także na mózg, zarówno w okresie płodowym, jak i u dorosłych zwierząt. Według pracy z 2013 roku przechodziła przez barierę krew-mózg i wiązała się z neuronami pnia mózgu, śródmózgowia i hipokampu [35]. Zwiększała tam syntezę neuroprzekaźników monoaminowych i hamowała syntezę kwasu γ-aminomasłowego (GABA), głównego przekaźnika hamującego [35]. Myszy pozbawione osteokalcyny wykazywały zachowania lękowe i depresyjne oraz gorzej się uczyły [35]. Osteokalcyna matki przechodziła przez łożysko i chroniła neurony płodu przed apoptozą, zanim płód zaczynał wytwarzać własną [35]. U myszy w wieku 16 miesięcy osteokalcyna podawana obwodowo poprawiała pamięć i zmniejszała zachowania lękowe [26].

Wyniki dotyczące mózgu pochodzą z prac jednego zespołu i jego współpracowników [26, 35]. U ludzi dostępne są pojedyncze badania przekrojowe. W badaniu 44 osób, w tym 24 z otyłością, niższe stężenie osteokalcyny wiązało się ze zmianami mikrostruktury mózgu w rezonansie magnetycznym i gorszym wynikiem jednego testu neuropsychologicznego [36]. Badanie tej wielkości i tego rodzaju nie pozwala odróżnić przyczyny od współwystępowania, na przykład z otyłością.

2.2.5. Adaptacja mięśni do wysiłku

Mięśnie szkieletowe to kolejny narząd, na który według hipotezy hormonalnej działa osteokalcyna. W pracy Mery z 2016 roku stężenie niedokarboksylowanej osteokalcyny we krwi podwajało się podczas wysiłku tlenowego, gdy stężenie insuliny spadało [37]. Sygnalizacja osteokalcyny we włóknach mięśniowych sprzyjała wychwytowi i spalaniu glukozy oraz kwasów tłuszczowych [37]. Odpowiadała też za większą część uwalnianej przy wysiłku interleukiny 6, czyli cytokiny wydzielanej przez mięśnie [37]. Interleukina 6 zwrotnie sprzyjała powstawaniu czynnej osteokalcyny, co tworzy sprzężenie między kością a mięśniem [37]. Podawanie osteokalcyny przywracało myszom w wieku 15 miesięcy wydolność wysiłkową myszy 3-miesięcznych [37].

Według tej samej pracy stężenie osteokalcyny spada wcześnie w dorosłości u myszy, małp i ludzi obu płci [37]. W linii myszy Moriishiego brak osteokalcyny nie zmieniał masy mięśni [3]. Masa mięśni nie jest jednak tym samym co adaptacja do wysiłku, więc ta obserwacja nie obala wyników dotyczących wydolności. Metaanaliza badań z randomizacją u ludzi oceniała wpływ treningu na ucOC i wskaźniki metaboliczne, a nie na pracę mięśni [38].

2.3. Regulacja wydzielania i zmienność dobowa

Stężenie osteokalcyny we krwi zmienia się w ciągu doby, po posiłku i pod wpływem hormonów działających na osteoblasty. W badaniu z 1985 roku u 10 młodych dorosłych rytm dobowy wystąpił u 9 osób [39]. Stężenie spadało rano, rosło po południu i wieczorem, a szczyt osiągało w nocy [39]. W grupie placebo innego badania wzrost zaczynał się około 22.30, szczyt przypadał około 2.30, a najniższe wartości około 15.00 [40]. U 37 zdrowych osób w wieku 52–76 lat stężenie osteokalcyny było w nocy wyższe niż w dzień u obu płci [41]. W małym badaniu 10 Masajów osteokalcyna nie miała jednak wyraźnego wzorca dobowego, choć inne markery obrotu kostnego go miały [42].

Glikokortykosteroidy obniżają stężenie osteokalcyny szybko i silnie. U 15 zdrowych osób pojedyncza doustna dawka prednizonu podana wieczorem hamowała, a nawet odwracała nocny wzrost osteokalcyny w ciągu 3–4 godzin [40]. Największy spadek wynosił około 52–54% i nie zależał od wielkości dawki, a zależał od niej czas trwania zahamowania [40]. Autorzy traktowali ten spadek jako odbicie zahamowania czynności osteoblastów przez glikokortykosteroidy [40].

Posiłek również obniża stężenie osteokalcyny. U 27 dorosłych z nadwagą lub otyłością osteokalcyna całkowita spadła o 10%, a ucOC o 6% w ciągu 3 godzin po śniadaniu [43]. W modelach mysich insulina działająca na osteoblasty zwiększała resorpcję kości i w ten sposób ilość niekarboksylowanej osteokalcyny [14]. Przegląd z 2012 roku ocenił dostępne dane ludzkie jako niewystarczające do potwierdzenia tej zależności [5]. Pora pobrania krwi i czas od posiłku są zatem źródłem zmienności wyniku u tej samej osoby.

2.4. Inaktywacja i wydalanie osteokalcyny

Osteokalcyna krąży we krwi zarówno jako cała cząsteczka, jak i jako fragmenty powstałe z jej rozpadu. Najczulsze testy do oznaczania osteokalcyny wykrywają zarówno całą cząsteczkę, jak i jej główny fragment proteolityczny [10]. Fragmenty trafiają też do moczu, gdzie można oznaczyć środkowe odcinki osteokalcyny [44]. U 19 chorych na osteoporozę ich stężenie w moczu spadało już po pierwszym miesiącu leczenia risedronianem, podobnie jak marker resorpcji, podczas gdy osteokalcyna w surowicy spadała dopiero po trzech miesiącach [44]. Autorzy wnioskowali, że fragmenty w moczu pochodzą w większym stopniu z rozkładu macierzy przy resorpcji niż z wydzielania osteoblastów [44].

W usuwaniu osteokalcyny z krwi uczestniczą nerki [45]. Przy przewlekłej niewydolności nerek osteokalcyna zatrzymuje się w organizmie i gromadzi w surowicy [45]. Mimo tego gromadzenia autorzy przeglądu uznali ją u chorych z niewydolnością nerek za dobry marker obrotu kostnego [45]. Stężenie osteokalcyny zależy więc nie tylko od tempa jej wytwarzania, lecz także od sprawności nerek, które ją usuwają.

Oferta NeuroExpert
NeuroExpert · bez reklam
Masz dość reklam?
Wyłącz banery, przerywniki i dolną belkę. Subskrypcja daje także pełny dostęp do bazy wiedzy NeuroExpert oraz treści premium.
Bez reklam
Pełny dostęp
Treści premium
Wyłącz reklamy
Osteokalcyna — Porządkowanie kryształów względem kolagenu
Porządkowanie kryształów względem kolagenu

3. Zaburzenia i modyfikacja

3.1. Zaburzenia stężenia i dostępności

Zmiany stężenia osteokalcyny we krwi odzwierciedlają przede wszystkim zmianę tempa przebudowy kości [10, 46]. Stężenie rośnie, gdy osteoblasty pracują intensywniej, i spada, gdy ich czynność jest zahamowana [10]. Przesunięcie proporcji między postacią karboksylowaną i niedokarboksylowaną wynika natomiast z tego, ile witaminy K mają do dyspozycji osteoblasty [5].

Wysokie stężenie osteokalcyny występuje w chorobach z szybkim obrotem kostnym. W badaniu z 1984 roku chorzy bez chorób kości mieli średnie stężenie 5,2 ng/ml, czyli wartość odniesienia dla pozostałych grup [16]. Średnie stężenie wynoszące 22,0 ng/ml stwierdzono w pierwotnej nadczynności przytarczyc, a 22,7 ng/ml w chorobie Pageta [16]. We wtórnej nadczynności przytarczyc średnia sięgała 51,6 ng/ml, a więc była prawie dziesięciokrotnie wyższa niż u chorych bez chorób kości [16]. Stężenie było podwyższone także u chorych z nieleczonymi przerzutami do kości i po świeżym złamaniu biodra [16]. Wyższe markery obrotu kostnego stwierdza się również w jawnej nadczynności tarczycy i w akromegalii [46].

Niskie stężenie osteokalcyny towarzyszy stanom, w których czynność osteoblastów jest zahamowana. Zespół Cushinga, czyli nadmiar kortyzolu, cechuje się stale i wyraźnie obniżonym stężeniem osteokalcyny, choć dane o innych markerach są w nim niespójne [46]. W niedoczynności przytarczyc markery obrotu kostnego są nieco obniżone [46]. W niedoczynności tarczycy cały metabolizm kości zwalnia, co odzwierciedlają niższe markery obrotu [46].

Odrębnym zaburzeniem jest przesunięcie proporcji na korzyść postaci niedokarboksylowanej. Dochodzi do niego przy niedoborze witaminy K albo przy leczeniu antagonistami witaminy K, na przykład warfaryną [5, 13]. W badaniu bez grupy kontrolnej u 21 chorych z migotaniem przedsionków stężenie ucOC spadło z 9,5 do 2,7 ng/ml w ciągu 6 miesięcy po zamianie warfaryny na rywaroksaban, lek przeciwkrzepliwy o innym mechanizmie działania niż warfaryna [13].

3.2. Rola osteokalcyny w patogenezie chorób

U ludzi osteokalcyna jest hipotetycznym ogniwem w patogenezie cukrzycy typu 2, a w osteoporozie markerem przebudowy kości. W obu przypadkach dane pochodzą głównie z badań obserwacyjnych, które opisują współwystępowanie, a nie kierunek zależności. Hipoteza hormonalna przewiduje, że mniej osteokalcyny oznacza gorszą regulację glukozy [21]. Badania u ludzi sprawdzały więc, czy niskie stężenie osteokalcyny towarzyszy cukrzycy i czy ją poprzedza.

W metaanalizie 39 badań obejmujących 23 381 osób osteokalcyna całkowita i ucOC wiązały się odwrotnie ze stężeniem glukozy na czczo i z hemoglobiną glikowaną [47]. Współczynniki korelacji wynosiły około −0,16, a więc zależność była słaba [47]. Związek ucOC z glukozą na czczo był silniejszy u mężczyzn niż u kobiet [47]. W metaanalizie 52 badań z udziałem 46 998 osób stężenie osteokalcyny było niższe u chorych na cukrzycę typu 2 niż bez niej [48]. W badaniach przekrojowych skrajne ćwiartki osteokalcyny różniły się ryzykiem cukrzycy wyraźnie, z łącznym oszacowaniem 0,23 [48]. W badaniach kohortowych, które śledzą osoby przed zachorowaniem, oszacowanie wyniosło 0,89 i nie osiągnęło istotności statystycznej [48].

Związek z cukrzycą nie jest swoisty dla osteokalcyny. U 2966 mężczyzn w wieku 70–89 lat mniejsze ryzyko cukrzycy wiązało się z wyższym ucOC, ale także z wyższą osteokalcyną całkowitą, P1NP i C-końcowym telopeptydem kolagenu typu I (CTX), czyli markerem resorpcji [34]. Po łącznym uwzględnieniu wszystkich markerów ucOC pozostała związana z mniejszym ryzykiem cukrzycy, natomiast odsetek ucOC w osteokalcynie całkowitej nie [34]. W metaanalizie badań obserwacyjnych wyższa osteokalcyna i ucOC wiązały się też z mniejszym wskaźnikiem masy ciała i mniejszym udziałem tkanki tłuszczowej [49]. Masa ciała może więc współtworzyć związek między osteokalcyną a cukrzycą. Obserwacje te pasują zarówno do hipotezy hormonalnej, jak i do prostszego wyjaśnienia, że szybszy obrót kostny współwystępuje z lepszym stanem metabolicznym [5, 34].

W osteoporozie osteokalcyna jest jednym z markerów tempa przebudowy kości, stosowanych do oceny ryzyka złamań i odpowiedzi na leczenie [10, 11]. Badania obserwacyjne z odsetkiem ucOC doprowadziły do wniosku, że niedobór witaminy K sprzyja utracie kości z wiekiem [5]. Badania kliniczne nie potwierdziły jednak, że podawanie witaminy K w populacji ogólnej zmniejsza utratę kości albo ryzyko złamań [5]. W trzyletnim badaniu z randomizacją u 142 kobiet z osteopenią witamina K2 obniżyła ucOC po roku o około 65%, ale w ciągu trzech lat nie zmieniła gęstości mineralnej kości ani markerów obrotu [50]. Poprawa karboksylacji osteokalcyny nie przekłada się więc w tych badaniach na lepszą masę kości.

3.3. Modyfikacja behawioralna i dietetyczna

Wysiłek fizyczny jest najlepiej zbadanym czynnikiem behawioralnym, który zmienia stężenie osteokalcyny u ludzi. W metaanalizie 22 badań z randomizacją trening fizyczny zwiększał stężenie ucOC średnio o 0,15 ng/ml w porównaniu z grupami kontrolnymi [38]. Po wyłączeniu badań łączących trening z dietą wzrosła także osteokalcyna całkowita, średnio o 0,36 ng/ml w stosunku do kontroli [38]. Równocześnie malały insulina na czczo i wskaźnik oporności na insulinę, a rosła adiponektyna [38]. Autorzy uznali, że wzrost ucOC wynika raczej ze zmian leptyny i innych czynników niż z bezpośredniego pobudzenia osteoblastów [38].

Pojedynczy wysiłek też zmienia stężenie osteokalcyny, ale jego wpływ zależy od rodzaju wysiłku. U dorosłych z nadwagą lub otyłością ciągły wysiłek o umiarkowanej intensywności, wykonany godzinę po śniadaniu, osłabiał poposiłkowy spadek osteokalcyny całkowitej i ucOC [43]. Krótki wysiłek interwałowy o wysokiej intensywności nie zmieniał tych wartości [43]. Zmiany te są jednak małe na tle różnic między chorobami kości, w których średnie stężenia różnią się kilkukrotnie [16].

Czynnikiem dietetycznym o udokumentowanym wpływie jest witamina K, od której zależy stopień karboksylacji osteokalcyny [5]. Wzrost ucOC może więc wynikać z wysiłku albo z niedoboru witaminy K w diecie, a rozróżnia je dopiero odniesienie ucOC do osteokalcyny całkowitej [5].

3.4. Wsparcie suplementacyjne

Substancje stosowane jako suplementy działają na osteokalcynę na dwa sposoby. Jedne zmieniają stopień jej karboksylacji, inne zmieniają tempo przebudowy kości, a z nim ilość osteokalcyny wydzielanej przez osteoblasty. Najlepiej udokumentowana jest witamina K, kofaktor γ-karboksylacji. W metaanalizie 16 badań z randomizacją z udziałem 6425 kobiet po menopauzie witamina K2 obniżała ucOC i stosunek ucOC do postaci karboksylowanej [51]. W metaanalizie 10 badań witamina K podawana z wapniem również obniżała ucOC [52]. W metaanalizie 9 badań u kobiet z osteoporozą pomenopauzalną witamina K2 obniżała ucOC i podnosiła osteokalcynę całkowitą [53].

Wyniki dla witaminy D są niespójne, mimo że kalcytriol zwiększa transkrypcję genu osteokalcyny w osteoblastach [23]. W metaanalizie badań u kobiet suplementacja witaminy D obniżała osteokalcynę, przy dużej niejednorodności wyników [54]. W metaanalizie 42 badań z randomizacją u dorosłych nie zmieniała jej stężenia [55]. Wapń spowalniał przebudowę kości: w dwuletnim badaniu z randomizacją u 300 kobiet po menopauzie osteokalcyna i CTX spadły po 12 miesiącach bardziej w grupie z wapniem niż w grupie kontrolnej [56]. Spadek osteokalcyny oznacza tu wolniejszy obrót kostny, a nie niedobór hormonu.

Genisteina, izoflawon soi, działała w przeciwnym kierunku. U 90 kobiet wcześnie po menopauzie osteokalcyna wzrosła po genisteinie o 29% po 6 miesiącach i o 37% po 12 miesiącach [57]. W metaanalizie badań z mieszaninami izoflawonów soi wzrost osteokalcyny o 10,3% nie był istotny statystycznie [58]. Magnez, kofaktor aktywacji witaminy D, podawany z nią przez 12 tygodni nie zmienił osteokalcyny całkowitej u 78 osób z nadwagą lub otyłością [59]. Cynk podawany przez 4 tygodnie dziewczętom przed pierwszą miesiączką zwiększył P1NP, ale nie zmienił osteokalcyny [60]. Substancje te różnią się kierunkiem wpływu i siłą dowodu, a strzałka odnosi się do stężenia osteokalcyny albo stopnia jej karboksylacji.

Substancja Mechanizm wpływu Kierunek Siła dowodu
Witamina K kofaktor γ-karboksylacji osteokalcyny ↓ ucOC, ↑ stopień karboksylacji A
Cholekalcyferol prekursor kalcytriolu, który pobudza transkrypcję genu ~ (metaanalizy sprzeczne) A
Wapń spowolnienie przebudowy kości ↓ osteokalcyna całkowita B
Genisteina fitoestrogen, izoflawon soi ↑ osteokalcyna całkowita (pojedyncze badanie), ~ w metaanalizie izoflawonów B
Magnez kofaktor przemian witaminy D (podawany z witaminą D) ~ B
Cynk pierwiastek niezbędny do wzrostu ~ B

Dowody najwyższej jakości, z metaanaliz badań z randomizacją, dotyczą witaminy K i stopnia karboksylacji osteokalcyny [51, 53]. Dla pozostałych substancji dane pochodzą z pojedynczych badań z randomizacją albo z niespójnych metaanaliz, a zmiana osteokalcyny odzwierciedla w nich tempo przebudowy kości.

Osteokalcyna — Marker obrotu kostnego
Marker obrotu kostnego

4. Uwagi praktyczne

4.1. Jak to zbadać

Osteokalcynę oznacza się we krwi, w surowicy albo w osoczu, metodami immunochemicznymi [10, 61]. Najczulsze testy wykrywają cząsteczkę całą razem z jej głównym fragmentem [10]. Istnieją też testy mierzące wyłącznie osteokalcynę całą oraz testy fragmentu N-końcowo-środkowego, oznaczanego skrótem N-MID, czyli odcinka od końca aminowego po środek łańcucha [62]. Wynik podaje się najczęściej w nanogramach na mililitr, jak w badaniach klinicznych chorób kości [16]. Zakresy referencyjne zależą od metody, a wyniki różnych testów nie są w pełni porównywalne, bo markery obrotu kostnego nie mają dostatecznej standaryzacji [11]. Dla testu IDS-iSYS N-MID w populacji referencyjnej z północno-wschodnich Niemiec mediana stężenia wyniosła 15,4 ng/ml, czyli 15,4 µg/l, u 1107 mężczyzn i 14,4 ng/ml u 545 kobiet przed menopauzą, a zakres referencyjny kobiet po menopauzie objął 8,0–40,9 ng/ml [64].

Osteokalcyna jest nietrwała poza organizmem. W badaniu stabilności jej stężenie wyraźnie spadało po 24 godzinach przechowywania próbki w temperaturze pokojowej, niezależnie od rodzaju probówki [61]. Autorzy tego badania wskazali analizę w ciągu 3 godzin od pobrania albo zamrożenie próbki [61]. P1NP i kostna fosfataza zasadowa pozostawały w tych samych warunkach stabilne przez 72 godziny [61]. Na wynik wpływa też pora pobrania, a autorzy pierwszego opisu rytmu dobowego osteokalcyny podkreślili znaczenie jej ujednolicenia w badaniach klinicznych [39]. U chorych z niewydolnością nerek wynik odzwierciedla ponadto gromadzenie się osteokalcyny w surowicy [45].

W leczeniu osteoporozy osteokalcyna spada pod wpływem leków hamujących resorpcję, co odzwierciedla zwolnienie całego obrotu kostnego. U 56 kobiet po menopauzie leczonych przez rok alendronianem stężenie osteokalcyny spadło o 29,7% [63]. U kobiet wcześnie po menopauzie hormonalna terapia zastępcza obniżała osteokalcynę o 20–22% w ciągu roku [57]. Międzynarodowa Fundacja Osteoporozy i Międzynarodowa Federacja Chemii Klinicznej wybrały jako markery referencyjne P1NP i CTX, a nie osteokalcynę [11].

Niedokarboksylowaną osteokalcynę oznacza się głównie w badaniach naukowych, na przykład metodą opartą na wiązaniu z hydroksyapatytem [34]. Samo stężenie ucOC zależy zarówno od witaminy K, jak i od aktywności osteoblastów [5]. Wskaźnikiem zaopatrzenia w witaminę K jest dlatego odsetek ucOC w osteokalcynie całkowitej [5]. Pomiar osteokalcyny informuje o tempie obrotu kostnego, a pojedynczy wynik interpretuje się w odniesieniu do pory pobrania, czynności nerek i stosowanych leków [10, 46].

4.2. Na co warto zwrócić uwagę

Często powtarzane przekonanie mówi, że osteokalcyna jest hormonem, który u ludzi reguluje stężenie glukozy i wytwarzanie testosteronu. Stan wiedzy nie pozwala tego przyjąć. Działania hormonalne wykazano u myszy, głównie w pracach jednego zespołu, który w przeglądzie z 2023 roku podtrzymuje je dla gryzoni i naczelnych [9]. Dwie linie myszy wytworzone niezależnie od tego zespołu nie miały zaburzeń glukozy, testosteronu ani płodności [3, 4]. Autorzy jednej z nich przyznali, że nie potrafią wyjaśnić rozbieżności, i udostępnili swoją linię innym badaczom [4]. Komentarz do obu prac podsumował ich wynik tezą, że osteokalcyna sprzyja mineralizacji, ale nie jest hormonem [17].

U ludzi przemawiają za hipotezą słabe korelacje i dwa przypadki wariantu receptora u mężczyzn z niewydolnością jąder [29, 47]. Przeciw niej przemawiają brak związku ucOC z testosteronem u prawie 3 tysięcy starszych mężczyzn i brak istotnego związku z ryzykiem cukrzycy w badaniach kohortowych [34, 48]. Przeciw niej przemawia także badanie z randomizacją, w którym witamina K obniżająca ucOC nie pogorszyła wrażliwości na insulinę [33]. Spór nie jest rozstrzygnięty, a przegląd z 2021 roku traktuje osteokalcynę jako kandydata na hormon kości, a nie jako hormon potwierdzony [8].

Drugie przekonanie łączy wysoką osteokalcynę z mocnymi kośćmi. Osteokalcyna we krwi mierzy jednak tempo obrotu kostnego, a nie ilość ani wytrzymałość kości [10]. Wysokie stężenia towarzyszą między innymi nadczynności przytarczyc i chorobie Pageta, czyli chorobom, które kość osłabiają [16]. Odwrotnie przy skutecznym leczeniu osteoporozy: w badaniu, w którym alendronian obniżył osteokalcynę, gęstość mineralna kręgosłupa lędźwiowego wzrosła po roku o 13,5% [63]. Niska osteokalcyna u osoby leczonej lekiem antyresorpcyjnym jest więc spodziewanym skutkiem leczenia, a nie oznaką słabej kości.

Ograniczeniem całej dziedziny jest to, że doświadczenia rozstrzygające o przyczynowości wykonano na zwierzętach. Zwolennicy hipotezy tłumaczą brak zaburzeń w nowych liniach myszy różnicami szczepów i warunków hodowli [30]. Takie wyjaśnienie oznacza jednak, że ewentualne działanie hormonalne zależy od szczepu i środowiska, co utrudnia przeniesienie go na człowieka. Decyzja o oznaczeniu markerów obrotu kostnego i ocena ich wyniku należą do lekarza prowadzącego leczenie kości.

Najważniejsze ustalenia - Osteokalcyna

  • Osteokalcyna — Bez osteokalcyny — więcej, lepszej kości (1996)Osteokalcyna wiąże minerał kości z dużym powinowactwem, a mimo to myszy pozbawione tego białka miały w pracy z 1996 roku więcej kości o lepszej jakości mechanicznej niż zwierzęta kontrolne [12, 20].
  • Osteokalcyna — Brak białka osłabia kość przez nieporządekBrak osteokalcyny u myszy nie zmniejszał ilości kości, ale rozregulował ułożenie kryształów apatytu względem włókien kolagenu i przez to osłabiał kość [3].
Dostęp dla subskrybentów
Ta treść jest dostępna po zalogowaniu.
Masz już konto? Zaloguj się
Wykup dostęp

Źródła wyszukane w PubMed (NLM/NCBI). Przy każdej pozycji podano identyfikator PMID i odnośnik DOI.

  1. Hauschka PV. Osteocalcin: the vitamin K-dependent Ca2+-binding protein of bone matrix. Haemostasis. 1986;16(3-4):258-72. DOI · PMID: 3530901
  2. Käkönen SM, Hellman J, Pettersson K, Lövgren T, Karp M. Purification and characterization of recombinant osteocalcin fusion protein expressed in Escherichia coli. Protein Expr Purif. 1996;8(2):137-44. DOI · PMID: 8812845
  3. Moriishi T, Ozasa R, Ishimoto T, Nakano T, Hasegawa T, Miyazaki T, et al. Osteocalcin is necessary for the alignment of apatite crystallites, but not glucose metabolism, testosterone synthesis, or muscle mass. PLoS Genet. 2020;16(5):e1008586. DOI · PMID: 32463816
  4. Diegel CR, Hann S, Ayturk UM, Hu JCW, Lim KE, Droscha CJ, et al. An osteocalcin-deficient mouse strain without endocrine abnormalities. PLoS Genet. 2020;16(5):e1008361. DOI · PMID: 32463812
  5. Gundberg CM, Lian JB, Booth SL. Vitamin K-dependent carboxylation of osteocalcin: friend or foe? Adv Nutr. 2012;3(2):149-57. DOI · PMID: 22516722
  6. Lambert LJ, Challa AK, Niu A, Zhou L, Tucholski J, Johnson MS, et al. Increased trabecular bone and improved biomechanics in an osteocalcin-null rat model created by CRISPR/Cas9 technology. Dis Model Mech. 2016;9(10):1169-1179. DOI · PMID: 27483347
  7. Hauschka PV, Lian JB, Gallop PM. Direct identification of the calcium-binding amino acid, gamma-carboxyglutamate, in mineralized tissue. Proc Natl Acad Sci U S A. 1975;72(10):3925-9. DOI · PMID: 1060074
  8. Wang JS, Mazur CM, Wein MN. Sclerostin and Osteocalcin: Candidate Bone-Produced Hormones. Front Endocrinol (Lausanne). 2021;12:584147. DOI · PMID: 33776907
  9. Karsenty G. Osteocalcin: A Multifaceted Bone-Derived Hormone. Annu Rev Nutr. 2023;43:55-71. DOI · PMID: 37603430
  10. Garnero P, Delmas PD. Biochemical markers of bone turnover. Applications for osteoporosis. Endocrinol Metab Clin North Am. 1998;27(2):303-23. DOI · PMID: 9669140
  11. Vasikaran S, Eastell R, Bruyère O, Foldes AJ, Garnero P, Griesmacher A, et al. Markers of bone turnover for the prediction of fracture risk and monitoring of osteoporosis treatment: a need for international reference standards. Osteoporos Int. 2011;22(2):391-420. DOI · PMID: 21184054
  12. Hoang QQ, Sicheri F, Howard AJ, Yang DS. Bone recognition mechanism of porcine osteocalcin from crystal structure. Nature. 2003;425(6961):977-80. DOI · PMID: 14586470
  13. Namba S, Yamaoka-Tojo M, Kakizaki R, Nemoto T, Fujiyoshi K, Hashikata T, et al. Effects on bone metabolism markers and arterial stiffness by switching to rivaroxaban from warfarin in patients with atrial fibrillation. Heart Vessels. 2017;32(8):977-982. DOI · PMID: 28233091
  14. Ferron M, Wei J, Yoshizawa T, Del Fattore A, DePinho RA, Teti A, et al. Insulin signaling in osteoblasts integrates bone remodeling and energy metabolism. Cell. 2010;142(2):296-308. DOI · PMID: 20655470
  15. Ferron M, Lacombe J, Germain A, Oury F, Karsenty G. GGCX and VKORC1 inhibit osteocalcin endocrine functions. J Cell Biol. 2015;208(6):761-76. DOI · PMID: 25753038
  16. Slovik DM, Gundberg CM, Neer RM, Lian JB. Clinical evaluation of bone turnover by serum osteocalcin measurements in a hospital setting. J Clin Endocrinol Metab. 1984;59(2):228-30. DOI · PMID: 6610686
  17. Manolagas SC. Osteocalcin promotes bone mineralization but is not a hormone. PLoS Genet. 2020;16(6):e1008714. DOI · PMID: 32484816
  18. Dowd TL, Rosen JF, Li L, Gundberg CM. The three-dimensional structure of bovine calcium ion-bound osteocalcin using 1H NMR spectroscopy. Biochemistry. 2003;42(25):7769-79. DOI · PMID: 12820886
  19. Price PA, Otsuka AA, Poser JW, Kristaponis J, Raman N. Characterization of a gamma-carboxyglutamic acid-containing protein from bone. Proc Natl Acad Sci U S A. 1976;73(5):1447-51. DOI · PMID: 1064018
  20. Ducy P, Desbois C, Boyce B, Pinero G, Story B, Dunstan C, et al. Increased bone formation in osteocalcin-deficient mice. Nature. 1996;382(6590):448-52. DOI · PMID: 8684484
  21. Lee NK, Sowa H, Hinoi E, Ferron M, Ahn JD, Confavreux C, et al. Endocrine regulation of energy metabolism by the skeleton. Cell. 2007;130(3):456-69. DOI · PMID: 17693256
  22. Ducy P, Zhang R, Geoffroy V, Ridall AL, Karsenty G. Osf2/Cbfa1: a transcriptional activator of osteoblast differentiation. Cell. 1997;89(5):747-54. DOI · PMID: 9182762
  23. Kerner SA, Scott RA, Pike JW. Sequence elements in the human osteocalcin gene confer basal activation and inducible response to hormonal vitamin D3. Proc Natl Acad Sci U S A. 1989;86(12):4455-9. DOI · PMID: 2786632
  24. Al Rifai O, Chow J, Lacombe J, Julien C, Faubert D, Susan-Resiga D, et al. Proprotein convertase furin regulates osteocalcin and bone endocrine function. J Clin Invest. 2017;127(11):4104-4117. DOI · PMID: 28972540
  25. Oury F, Sumara G, Sumara O, Ferron M, Chang H, Smith CE, et al. Endocrine regulation of male fertility by the skeleton. Cell. 2011;144(5):796-809. DOI · PMID: 21333348
  26. Khrimian L, Obri A, Ramos-Brossier M, Rousseaud A, Moriceau S, Nicot AS, et al. Gpr158 mediates osteocalcin’s regulation of cognition. J Exp Med. 2017;214(10):2859-2873. DOI · PMID: 28851741
  27. Pi M, Nishimoto SK, Quarles LD. GPRC6A: Jack of all metabolism (or master of none). Mol Metab. 2017;6(2):185-193. DOI · PMID: 28180060
  28. Pi M, Wu Y, Quarles LD. GPRC6A mediates responses to osteocalcin in β-cells in vitro and pancreas in vivo. J Bone Miner Res. 2011;26(7):1680-3. DOI · PMID: 21425331
  29. Oury F, Ferron M, Huizhen W, Confavreux C, Xu L, Lacombe J, et al. Osteocalcin regulates murine and human fertility through a pancreas-bone-testis axis. J Clin Invest. 2013;123(6):2421-33. DOI · PMID: 23728177
  30. Pi M, Nishimoto SK, Darryl Quarles L. Explaining Divergent Observations Regarding Osteocalcin/GPRC6A Endocrine Signaling. Endocrinology. 2021;162(4):bqab011. DOI · PMID: 33474566
  31. Poundarik AA, Boskey A, Gundberg C, Vashishth D. Biomolecular regulation, composition and nanoarchitecture of bone mineral. Sci Rep. 2018;8(1):1191. DOI · PMID: 29352125
  32. Shea MK, Gundberg CM, Meigs JB, Dallal GE, Saltzman E, Yoshida M, et al. Gamma-carboxylation of osteocalcin and insulin resistance in older men and women. Am J Clin Nutr. 2009;90(5):1230-5. DOI · PMID: 19776145
  33. Yoshida M, Jacques PF, Meigs JB, Saltzman E, Shea MK, Gundberg C, et al. Effect of vitamin K supplementation on insulin resistance in older men and women. Diabetes Care. 2008;31(11):2092-6. DOI · PMID: 18697901
  34. Yeap BB, Alfonso H, Chubb SA, Gauci R, Byrnes E, Beilby JP, et al. Higher serum undercarboxylated osteocalcin and other bone turnover markers are associated with reduced diabetes risk and lower estradiol concentrations in older men. J Clin Endocrinol Metab. 2015;100(1):63-71. DOI · PMID: 25365314
  35. Oury F, Khrimian L, Denny CA, Gardin A, Chamouni A, Goeden N, et al. Maternal and offspring pools of osteocalcin influence brain development and functions. Cell. 2013;155(1):228-41. DOI · PMID: 24074871
  36. Puig J, Blasco G, Daunis-i-Estadella J, Moreno M, Molina X, Alberich-Bayarri A, et al. Lower serum osteocalcin concentrations are associated with brain microstructural changes and worse cognitive performance. Clin Endocrinol (Oxf). 2016;84(5):756-63. DOI · PMID: 26406918
  37. Mera P, Laue K, Ferron M, Confavreux C, Wei J, Galán-Díez M, et al. Osteocalcin Signaling in Myofibers Is Necessary and Sufficient for Optimum Adaptation to Exercise. Cell Metab. 2016;23(6):1078-1092. DOI · PMID: 27304508
  38. Mohammad Rahimi GR, Niyazi A, Alaee S. The effect of exercise training on osteocalcin, adipocytokines, and insulin resistance: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Osteoporos Int. 2021;32(2):213-224. DOI · PMID: 32803318
  39. Gundberg CM, Markowitz ME, Mizruchi M, Rosen JF. Osteocalcin in human serum: a circadian rhythm. J Clin Endocrinol Metab. 1985;60(4):736-9. DOI · PMID: 3871789
  40. Nielsen HK, Charles P, Mosekilde L. The effect of single oral doses of prednisone on the circadian rhythm of serum osteocalcin in normal subjects. J Clin Endocrinol Metab. 1988;67(5):1025-30. DOI · PMID: 3263379
  41. van der Spoel E, Oei N, Cachucho R, Roelfsema F, Berbée JFP, Blauw GJ, et al. The 24-hour serum profiles of bone markers in healthy older men and women. Bone. 2019;120:61-69. DOI · PMID: 30291970
  42. Schou A, Jørgensen NR, Maro VP, Kilonzo K, Ramaiya K, Sironga J, et al. The circadian rhythm of calcium and bone homeostasis in Maasai. Am J Hum Biol. 2022;34(8):e23756. DOI · PMID: 35481615
  43. Parker L, Shaw CS, Byrnes E, Stepto NK, Levinger I. Acute continuous moderate-intensity exercise, but not low-volume high-intensity interval exercise, attenuates postprandial suppression of circulating osteocalcin in young overweight and obese adults. Osteoporos Int. 2019;30(2):403-410. DOI · PMID: 30306222
  44. Kumm J, Ivaska KK, Rohtla K, Vaananen K, Tamm A. Urinary osteocalcin and other markers of bone metabolism: the effect of risedronate therapy. Scand J Clin Lab Invest. 2008;68(6):459-63. DOI · PMID: 18609099
  45. Ureña P, De Vernejoul MC. Circulating biochemical markers of bone remodeling in uremic patients. Kidney Int. 1999;55(6):2141-56. DOI · PMID: 10354264
  46. Szulc P. Biochemical bone turnover markers in hormonal disorders in adults: a narrative review. J Endocrinol Invest. 2020;43(10):1409-1427. DOI · PMID: 32335857
  47. Liu DM, Guo XZ, Tong HJ, Tao B, Sun LH, Zhao HY, et al. Association between osteocalcin and glucose metabolism: a meta-analysis. Osteoporos Int. 2015;26(12):2823-33. DOI · PMID: 26089135
  48. Kunutsor SK, Apekey TA, Laukkanen JA. Association of serum total osteocalcin with type 2 diabetes and intermediate metabolic phenotypes: systematic review and meta-analysis of observational evidence. Eur J Epidemiol. 2015;30(8):599-614. DOI · PMID: 26085114
  49. Liu X, Liu Y, Mathers J, Cameron M, Levinger I, Yeap BB, et al. Osteocalcin and measures of adiposity: a systematic review and meta-analysis of observational studies. Arch Osteoporos. 2020;15(1):145. DOI · PMID: 32945990
  50. Rønn SH, Harsløf T, Oei L, Pedersen SB, Langdahl BL. The effect of vitamin MK-7 on bone mineral density and microarchitecture in postmenopausal women with osteopenia, a 3-year randomized, placebo-controlled clinical trial. Osteoporos Int. 2021;32(1):185-191. DOI · PMID: 33030563
  51. Ma ML, Ma ZJ, He YL, Sun H, Yang B, Ruan BJ, et al. Efficacy of vitamin K2 in the prevention and treatment of postmenopausal osteoporosis: A systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Front Public Health. 2022;10:979649. DOI · PMID: 36033779
  52. Hu L, Ji J, Li D, Meng J, Yu B. The combined effect of vitamin K and calcium on bone mineral density in humans: a meta-analysis of randomized controlled trials. J Orthop Surg Res. 2021;16(1):592. DOI · PMID: 34649591
  53. Zhang Z, Li Y, Li J, Yuan Y, Liu K, Shi X. The effect of vitamin K2 supplementation on bone turnover biochemical markers in postmenopausal osteoporosis patients: a systematic review and meta-analysis. Front Endocrinol (Lausanne). 2025;16:1703116. DOI · PMID: 41268154
  54. Nasimi N, Jamshidi S, Askari A, Zolfaghari N, Sadeghi E, Nouri M, et al. Effect of vitamin D supplementation or fortification on bone turnover markers in women: a systematic review and meta-analysis. Br J Nutr. 2024;131(9):1473-1487. DOI · PMID: 38221822
  55. Sohouli MH, Wang S, Almuqayyid F, Gabiatti MP, Mozaffari F, Mohamadian Z, et al. Impact of vitamin D supplementation on markers of bone turnover: Systematic review and meta-analysis of randomised controlled trials. Eur J Clin Invest. 2023;53(10):e14038. DOI · PMID: 37314058
  56. Slevin MM, Allsopp PJ, Magee PJ, Bonham MP, Naughton VR, Strain JJ, et al. Supplementation with calcium and short-chain fructo-oligosaccharides affects markers of bone turnover but not bone mineral density in postmenopausal women. J Nutr. 2014;144(3):297-304. DOI · PMID: 24453130
  57. Morabito N, Crisafulli A, Vergara C, Gaudio A, Lasco A, Frisina N, et al. Effects of genistein and hormone-replacement therapy on bone loss in early postmenopausal women: a randomized double-blind placebo-controlled study. J Bone Miner Res. 2002;17(10):1904-12. DOI · PMID: 12369794
  58. Taku K, Melby MK, Kurzer MS, Mizuno S, Watanabe S, Ishimi Y. Effects of soy isoflavone supplements on bone turnover markers in menopausal women: systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Bone. 2010;47(2):413-23. DOI · PMID: 20452475
  59. Dall RD, Cheung MM, Shewokis PA, Altasan A, Volpe SL, Amori R, et al. Combined vitamin D and magnesium supplementation does not influence markers of bone turnover or glycemic control: A randomized controlled clinical trial. Nutr Res. 2023;110:33-43. DOI · PMID: 36640582
  60. Berger PK, Pollock NK, Laing EM, Chertin V, Bernard PJ, Grider A, et al. Zinc Supplementation Increases Procollagen Type 1 Amino-Terminal Propeptide in Premenarcheal Girls: A Randomized Controlled Trial. J Nutr. 2015;145(12):2699-704. DOI · PMID: 26491117
  61. Christensen GL, Halgreen JR, Milenkovski M, Köse A, Quardon N, Jørgensen NR. Bone turnover markers are differentially affected by pre-analytical handling. Osteoporos Int. 2019;30(5):1137-1141. DOI · PMID: 30680430
  62. Inaba M, Okuno S, Imanishi Y, Ueda M, Yamakawa T, Ishimura E, et al. Significance of Bio-intact PTH(1-84) assay in hemodialysis patients. Osteoporos Int. 2005;16(5):517-25. DOI · PMID: 15322741
  63. Kučukalić-Selimović E, Valjevac A, Hadžović-Džuvo A, Skopljak-Beganović A, Alimanovic-Alagić R, Brković A. Evaluation of bone remodelling parameters after one year treatment with alendronate in postmenopausal women with osteoporosis. Bosn J Basic Med Sci. 2011;11(1):41-5. DOI · PMID: 21342141
  64. Hannemann A, Friedrich N, Spielhagen C, Rettig R, Ittermann T, Nauck M, et al. Reference intervals for serum osteocalcin concentrations in adult men and women from the study of health in Pomerania. BMC Endocr Disord. 2013;13:11. DOI · PMID: 23497286

Podobne wpisy